目的 1．配制胎牛血清器官培养液和人脐带血清器官培养液，应用两种培养液对猪角膜进行器官培养保存，观察器官培养过程中猪角膜内皮细胞、组织学、超微结构、酶活性以及代谢等的变化。 2．应用两种培养液行器官培养保存4w的兔角膜进行穿透性角膜移植，对比观察两种保存液对角膜移植术后角膜透明度、角膜内皮、角膜厚度以及组织学的影响。 3．应用两种培养液对人角膜进行器官培养保存，观察器官培养过程中角膜内皮细胞、组织学、超微结构和代谢变化，并观察器官培养后角膜增殖能力和抗原性的变化。 方法 1．配制器官培养液，培养液Ⅰ含10％胎牛血清，培养液Ⅱ含10％人脐带血清。器官培养方法：31℃密闭培养，保存期间不换液，器官培养后角膜放入含有5％葡聚糖的脱水液中脱水24h。猪眼113只，其中50对角膜分为两组进行配对器官培养保存，第一组：应用培养液Ⅰ；第二组：第一组的对侧角膜，应用培养液Ⅱ。其余13个角膜作为正常对照。器官培养每周每组各取出12个角膜在低张溶液中浸泡后在倒置显微镜下观察角膜内皮细胞，然后行内皮细胞台盼蓝、茜素红染色，显微镜下测量内皮细胞密度，将图像转入计算机分析细胞面积的变异系数(Coefficient of variation，CV)、 六边型细胞比例，12个正常角膜作为对照。其中6个角膜染色后 行常规石蜡切片，HE染色。另外6个角膜染色后冰冻切片行酶组 织化学染色，包括乳酸脱氢酶、琉琅酸脱氢酶、腺苦三磷酸酶（ATP 酶卜 保存ZW、4W每组各取1个角膜和1个正常角膜行扫描电镜 检查。对所有保存前的培养液，以及保存后每周取12个培养液标 本检测PH值和葡萄糖、乳酸浓度。器官培养过程中对眼球棉拭于、 培养液和脱水液进行微生物检测。 2．新西兰大白兔共45只，分为三组，A组：供体角膜用培 养液 1行器官培养 4W后，进行 10只兔的单眼穿透性角膜移植术。 B组：A组供体的对侧角膜用培养液＊行器官培养 4W后，进行 10 只兔的单眼穿透性角膜移植术。C 组：刮除供体角膜内皮细胞， 进行10只兔的单眼穿透性角膜移植术。所有供体在器官培养前均 进行角膜内皮显微镜和A超角膜测厚检查。术后每日裂隙灯观察 角膜变化，术后 3、7、14d行角膜内皮显微镜和角膜测厚检查。 术后 7、14d取下角膜行台盼蓝、酋素红染色观察角膜内皮细胞， 并行常规HE染色观察组织学变化。器官培养过程中进行微生物检 测。 3．人角膜3 对，配对分为两组，第一组用培养液1行器官培 养，第二组用培养液＊行器官培养。保存3W、4W时各取出1对角 膜检查内皮细胞活性，然后 1／2角膜行 HE染色，l／2角膜行冰冻 切片免疫组化染色检测增殖细胞核抗原（proliferating cell nuclear antigen，PCNA）和HLA＊R抗原的表达。保存4w的1对角膜行 扫描电镜和透射电镜检查。对培养前后的培养液测定PH值、葡萄 糖、乳酸浓度。器宫培养过程中进行微生物检测。 结果 1．器官培养期间角膜内皮细胞形态发生改变，多形性增加， 两组之间角膜内皮细胞密度、细胞面积的CV和六边形细胞比例在 2 保存 4W内没有发现有统计意义的差别。保存 4W、脱水 id时与正 常猪角膜相比，平均内皮细胞丢失率第一组为ic．98％，第二组为 10．85％。两组角膜器官培养后的组织学、超微结构、酶活性无明 显区别。随着保存时间的延长，角膜上皮层数减少，基质水肿明 显，保存4w时角膜厚度约为正常角膜的3～4倍，脱水后仍水肿， 内皮层保持完整。扫描电镜显示内皮细胞层完整，细胞形态发生 改变。酶组织化学染色显示保存4W内，上皮、内皮细胞酶活性旺 盛，基质细胞的酶活性随保存时间的延长而降低。葡萄糖代谢量 第二组较第一组大，两组葡萄糖利用糖酵解约占95％。器官培养 前眼球棉拭子微生物检测阳性率为 18％，器官培养液污染率为 6％。 2．兔角膜器官培养4w角膜水肿约为正常角膜厚度的2—3倍， 脱水 id透明。A、B、C三组供体器官培养前角膜内皮细胞密度和 角膜厚度无明显差异。A、B组角膜移植术后2—3d角膜移植片开 始透明。A、B组之间术后角膜内皮细胞密度和角膜厚度无明显差 别，角膜内皮细胞完整，术后7d、14d角膜中央厚度较保存前变 薄。C 组术后角膜持续水肿，无正常内皮细胞。组织学显示角膜 上皮在器官培?