运动发酵单胞菌（Zymomonas mobilis）是一种兼性厌氧革兰氏阴性细菌。作为天然产乙醇菌株,运动发酵单胞菌是目前构建生物燃料及其他生物基平台化合物的底盘细胞之一。但是,目前对运动发酵单胞菌的基因功能和代谢机制等仍缺乏全面的了解,能够应用于运动发酵单胞菌基因工程改造的生物元件如启动子和核糖体结合位点（Ribosomal binding site,RBS）等比较匮乏,且用于筛选鉴定相关生物元件的平台及基因组改造的遗传操作体系尚待完善,制约了相关领域的理论研究和实践应用。围绕运动发酵单胞菌生物元件的挖掘与鉴定以及高效、快捷基因组编辑工具的开发,本研究首先建立了一套基于流式细胞术的双报告基因系统,可实现对运动发酵单胞菌生物元件的定量鉴定。该系统以Lac UV5启动子驱动的m Cherry作为内参,以待检测调控生物元件驱动的EGFP作为研究对象,通过流式细胞术检测结果计算的EGFP/m Cherry比值确定生物元件的相对强度。本研究还通过系统生物学数据挖掘和生物信息学分析,预测了强度不同的38个启动子和4个RBS生物元件,进而通过双报告基因系统测定了其强度,结果表明预测结果与实验结果之间具有较高的一致性,可应用于运动发酵单胞菌调控生物元件的鉴定,满足代谢工程和合成生物学实践的需要。利用来源于Francisella novicida U112的Cas12a（Fn Cpf1）,本研究也建立了基于外源CRISPR-Cas系统的运动发酵单胞菌基因组编辑工具。首先在Z.mobilis subsp.mobilis ZM4中构建了可诱导表达Cas12a核酸酶进行基因组编辑的重组菌株,在靶向gRNA引导下能够实现对靶基因位点基因组的切割功能。随后利用该系统,通过gRNA引导靶向运动发酵单胞菌内源质粒的复制酶位点,实现了内源质粒的消除,且效率能达到100%。在ss DNA作为模板的条件下,该系统可以在基因组上实现精准、高保真的碱基替换。本研究建立的CRISPR-Cas12a基因组编辑工具,可高效、快捷地对运动发酵单胞菌基因组进行替换、删除和插入,编辑效率可达90%以上。借助CRISPR-Cas12a系统,本研究将编码乳酸脱氢酶的异源基因导入运动发酵单胞菌基因组,成功构建了一株产乳酸的重组菌株。本研究也开展了将CRISPR-Cas12a系统进一步改造为CRISPRi/a基因组转录调控工具的工作。首先通过定点突变的方式将编码Cas12a核酸酶的基因进行改造,分别构建了失去核酸酶活性的dCas12a突变体dCas12a（D917A）和dCas12a（E1006A）。实验结果表明这两个单点突变体对靶基因的抑制没有明显差异。CRISPR-dCas12a系统靶向启动子区域的两条链时均有较好的抑制效果,但是当该系统靶向编码区时,gRNA与模板链的结合较非模板链具有更好的抑制效果。其次,gRNA序列长度（<15 nt）及gRNA的错配会影响CRISPR-dCas12a系统的抑制效果,当gRNA序列中第2到第6位碱基出现错配后,该系统基本无抑制效果。此外,本研究也尝试构建基于CRISPR-dCas12a的运动发酵单胞菌转录激活系统CRISPRa。通过将RNA聚合酶的ω亚基与dCas12a融合表达,然后靶向基因组的特定序列以激活基因表达,但对下游基因表达量进行检测分析的实验结果表明上述CRISPRa系统未能达到预期的激活效果,尚需进一步优化改造。总之,本研究建立了基于流式细胞术的双报告基因系统和CRISPR-Cas12a基因编辑工具,可用于鉴定启动子、RBS和UTR等非编码序列调控生物元件的强度以及基因的替换、删除和插入,为合成生物学研究及代谢工程改造提供了工具。同时,本研究也构建了基于CRISPR-dCas12a的CRISPRi基因抑制表达系统,并尝试构建了用于激活下游基因表达的CRISPRa系统,为运动发酵单胞菌的研究提供了研究基因功能和代谢网络调控的工具。