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目的：首先通过优化外周血单个核细胞(Peripheral blood mononuclear cells，PB-MCs)的获取方法，提高树突状细胞(DenDendritic cells DCs)的前体细胞CD14+细胞产出率，并对体外诱导DCS的方法进行改进，获得高纯度的DCs。然后对肿瘤组织进行纯化培养，获得纯化的肿瘤细胞并制备成纯化的、个体化的冻融抗原。并与肿瘤坏死因子(TNF-α)共同致敏未成熟DCS，制备高纯度、个体化DCs疫苗。方法：1.无菌条件下常规采集外周血，肝素抗凝，采用Ficoll密度梯度离心法分离外周血单个核细胞。在相同的离心时间，根据不同的离心力分A、B、C三组，流式细胞仪检测获得的PBMCs中CD14+细胞表型，实验组(A组)与对照组(B、C组)比较有显著性差异(P<0.05)。2.应用优化后的方法获得PBMCs，计数后按1×106接种于24孔板，分为A、B两组。B组为对照组，按文献方法诱导，A组(实验组)在贴壁约10小时后，倒置显微镜下观察可见有部分细胞呈悬浮生长，给予再次洗脱。将洗脱的悬浮细胞设为C组。三组均继续按文献方法诱导。第七天进行流式细胞仪检测DCs表型CD80、CD86、CD83和HLA—DR的表达，确定三组DCs纯度和成熟度的差异。3.无菌条件下取乳腺癌组织标本，相同大小两份(以质量计算)，一份制备成为乳腺癌组织冻融抗原。另一份用特殊培养系统对乳腺癌细胞进行短期纯化培养，获得个体化及纯化的肿瘤细胞。同时，对乳腺癌细胞株SKBR-3进行培养，将这两种乳腺癌细胞均制备成细胞冻融抗原。以Lowry法测定蛋白含量，以牛血清白蛋白作为标准。根据测定结果，蛋白浓度调至2mg/ml，用微孔滤膜(0.22um)过滤，液氮中保存备用。应用本研究改良的方法诱导DCS，在第五天加入30ng/mlTNF-a的同时，分别加入个体化乳癌细胞、乳腺癌细胞株及乳腺癌组织冻融抗原100ug/ml，根据加入抗原不同分为A、B、C三组。第七天获得成熟的DCs疫苗。流式细胞仪检测CD80、CD83、CD86、HLA—DR的表达。结果：1.经流式细胞仪检测，优化后的分离条件可使CD14+细胞产出率>30％。2.对诱导七天的三组DCs进行流式细胞检测。结果显示：A、B两组与C组比较各检测表型均有显著性差异，A、B两组间比较CD80、CD83、CD86有显著性差异(P<0.05)。3.A组(纯化的肿瘤细胞冻融抗原致敏)、B组(乳癌细胞株冻融抗原致敏)、C组(乳癌组织冻融抗原致敏)三组DCs疫苗均高表达CD80、CD83、CD86、HIA-DR。A、B两组与C组比较均有显著性差异(P<0.05)。A、B两组比较无显著性差异。结论： 1.本研究优化后的对PBMCs提取方法可显著提高CD14+细胞产出率。2.应用本研究改良后的诱导方法与传统方法相比，可获得更高纯度和成熟度的DCs。3.个体化、纯化的乳腺癌肿瘤抗原负载的DCs疫苗高表达CD80、CD83、CD86、HLA-DR免疫表型。4.本研究结果初步显示，应用本研究建立的诱导高效、个体化DCs疫苗的方法，可获得高表达CD80、CD83、CD86、HLA-DR的个体化DC疫苗，与乳癌细胞株冻融抗原致敏的DCs疫苗比较，其CD80、CD83、CD86、HLA-DR表型表达无统计学差异，但其在个体化治疗中的疗效在大宗病例的统计中可能优于细胞株疫苗，这需要在临床应用及大样本病例的随访观察中加以验证。