目的：　　构建高通量单细胞捕获及其分泌的细胞外囊泡（Extracellular Vesicles，EVs）的检测平台，进而在该平台上实现口腔鳞状细胞癌(Oral Squamous Cell Carcinoma，OSCC)单细胞源性EVs研究。　　方法：　　本实验利用软光刻技术制备硅片模板，在硅片模板上灌注聚二甲基硅氧烷(Polydimethylsiloxane，PDMS)，制备单细胞捕获芯片和微通道芯片。将一定密度和体积的细胞悬液均匀滴加到单细胞捕获芯片上，然后在其上方盖上抗体条码阵列玻片。抗体条码阵列玻片的形成过程如下：首先将微通道芯片与多聚赖氨酸玻片热键合，然后利用Flow patterning的方法在玻片上包被抗体，形成抗体条码阵列玻片。将玻片和滴加细胞悬液后的单细胞捕获芯片二者用夹具夹紧，置于细胞培养箱中孵育一段时间，使单个细胞分泌的EVs被其上方相对应区域的捕获抗体捕获。18小时后揭下玻片，依次滴加生物素化的抗体(Biotin-CD63)和荧光标记的链霉亲合素（Streptavidin-APC/Streptavidin-PE）达到对EVs检测的目的。随后将玻片利用四色激光芯片扫描仪扫描得到图像。最后使用一系列的分析软件对实验结果的荧光信号统计分析，在单细胞水平展示EVs分泌的异质性。　　结果：　　构建了高通量单细胞捕获及其分泌的EVs的检测平台，该平台主要由两部分组成：单细胞捕获芯片及抗体条码阵列玻片。利用单细胞捕获芯片捕获到的单细胞数目服从泊松分布，平均每次实验捕获到的单细胞数目为1318个，平均捕获率为20.5％。为了验证细胞在芯片上的存活率，将细胞经cell tracker染色后制备的细胞悬液滴加到单细胞捕获芯片上，18小时后按荧光信号的强弱统计仍然存活的细胞数目。经过计算，细胞存活率为91.5％。为了检测抗体在玻片上分布是否均匀，将微通道芯片的9条通道入口都加入异硫氰酸荧光素标记的牛血清蛋白（Fluorescein-Bovine serum albumin，FITC-BSA），然后利用Flow Patterning的方法使抗体包被到多聚赖氨酸玻片上，最后用四色激光芯片扫描仪扫描。　　结果显示，无论整体还是局部，抗体都非常均匀的分布在玻片上。本研究利用免疫亲和方法捕获和检测EVs。在多聚赖氨酸玻片上包被EVs捕获抗体，让其捕获细胞条件培养液中的EVs，之后依次加入生物素化的抗体、荧光标记的链霉亲和素来检测EVs。随后利用四色激光芯片扫描仪扫描得到实验结果。为了鉴定利用免疫亲和方法捕获到的囊泡是EVs，设计了另外一个简易的微流控芯片平台，利用该平台来捕获群体细胞条件培养液中的EVs。将实验结果的荧光图在原子力显微镜下观察，并且随机测量单个囊泡的尺寸范围，其水平宽度是82.031nm，符合目前国际上报道的EVs的尺寸范围。构建平台以及鉴定了免疫亲和方法捕获到的囊泡是EVs之后，将高通量单细胞捕获及其分泌的EVs检测平台分别应用于OSCC细胞系UM-SCC6、SCC25以及OSCC原代细胞。展示了OSCC单细胞分泌EVs的分泌能力和种类的异质性。为了更加深入全面的了解单细胞分泌的异质性，本实验使用的捕获抗体不仅包括5种EVs捕获抗体，还包括3种细胞因子抗体，可以同时捕获和检测单个细胞分泌的5种EVs及3种细胞因子。实验数据经ViSNE软件分析，单细胞群被分为3组（无论是OSCC细胞系，还是OSCC原代细胞），一组主要分泌EVs（以CD63+EVs、CD9+CD63+EVS为主），三组主要分泌细胞因子（以IL-8为主），二组分泌EVs和细胞因子，但二者强度降低。这说明单细胞群分泌EVs和细胞因子各有分工。另外，本实验得到的原代OSCC单细胞数据经cluster软件分析之后，区分了淋巴结转移和非淋巴结转移的临床样本。　　结论：　　1、基于微流控技术构建了高通量单细胞EVs检测平台，利用该平台验证了OSCC单细胞分泌EVs的能力和种类有显著异质性。　　2、同一细胞群的单细胞分泌EVs和细胞因子各有分工。　　3、通过单细胞分泌EVs的分析，该平台可在单细胞水平区分淋巴结转移与非淋巴结转移的OSCC临床样本。