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摘 要：香樟（Cinnamomum camphora）是一种融观赏、用材于一身的名贵树种，主要分布于我国的南方地区。本实验研究香樟在应对苗期干旱胁迫时的生理应答情况，结果表明：随着干旱胁迫时间的延长，香樟叶片中可溶性蛋白含量逐渐下降，而游离脯氨酸、相对电导率和丙二醛（（MDA）） 含量则呈上升趋势；其中干旱胁迫处理中前3d，MDA、游离脯氨酸积累量以及相对电导率变化并不显著，蛋白质合成未受明显影响；胁迫处理3～6d，苗期伤害指标逐渐明显，可溶性蛋白含量与对照比较有显著下降，游离脯氨酸含量有显著增加；当干旱胁迫时间延长到9d，相对电导率和丙二醛（（MDA）） 含量与对照中相比较有极显著的增加，可溶性蛋白含量继续下降，但与胁迫中期比较下降幅度较小。
关键词：香樟；苗期；干旱胁迫；生理应答
中图分类号：Q948.5 文献标识码：A
香樟（Cinnamomum camphora）为樟科樟属植物，又名樟树，是常绿阔叶乔木，主要分布在我国长江流域及以南地区，树形雄伟壮观，四季常绿，枝叶繁茂，浓阴覆地，是作为行道树庭阴树风景林和隔音林带的优良树种[1]。香樟具有净化空气的作用，能吸收多种有毒气体，对烟尘也有一定的适应力[2]。香樟木材质地致密，经久耐腐防蛀，气味独特芳香，是我国传统名贵用材树种，在化工、医药和国防工业有广泛应用[3]/。
香樟目前已有的研究包括种子萌发试验[4，5]、播种苗的生长特性[6，7]、育苗试验[8]及栽培技术研究[9]等方面，但是还未对这种植物在苗期生理进行系统的研究，本研究模拟各种外界环境胁迫处理的方法，通过测定香樟丙二醛（MDA）含量、相对电导率、游离脯氨酸含量和可溶性蛋白等生理生化指标，探讨香樟对苗期不同程度的干旱的响应，旨在进一步揭示香樟对环境胁迫的响应机制，为筛选及培育优良香樟品系和研究耐逆境香樟栽培技术提供科学依据。
1 实验材料与方法
1.1 植物材料
将收集于四川省泸州市泸县玉蟾实验基地的香樟种子采回实验室发芽，温室培养1a后，移栽幼苗，移栽用盆规格为上径口25cm×下径口20cm×高28cm 硬质塑料盆，装干土10 kg，每盆1株，于温室（28℃，24000 Lx光照16h；22℃黑暗8h）培养，1周定时浇灌1次。
1.2 幼苗处理
将苗圃中高0.5～0.6m香樟幼苗移栽到花盆中，植株分3组，每组10盆，进行30% PEG 6000浇灌以模拟干旱胁迫处理实验。分别取处理第0天（对照），第3天，第6天，第9天和第12天的香樟植株的第2～5片真叶进行各种生理指标的测定。注意使用相同生理部位的叶片进行同一生理指标的测定实验。
2 测定方法
2.1 游离脯氨酸含量的测定
参考李合生的测定方法进行测定[10]。
根据回归方程计算出测定液中脯氨酸的含量，然后计算样品中脯氨酸含量的百分数。计算公式如下：
单位鲜质量样品的脯氨酸含量（%）=（X×VT）/（W×VS×105）×100
式中 X——从标准曲线查处的2mL测定液中脯氨酸的含量（μg/mL）；
VT——提取液体积（mL）；
VS——测定是取用的样品体积（mL）；
W——样品质量（g）。
2.2 相对电导率测定
取相当大小香樟叶片先用自来水洗净，再用蒸馏水反复冲洗3次，吸干表面水分后沿主脉将叶片剪成适宜样品，快速称取0.2g样品分别放入洁净带盖刻度试管中，加入10mL去离子水后盖塞室温浸泡12h，使用电导仪测定浸提液电导率（R1），然后沸水浴加热处理30min，待其自然冷却至室温后摇匀，再次测定浸提液电导（R2），如此重复3次后计算相对电导率。
相对电导率= R1/R2×100%
2.3 可溶性蛋白质含量的测定—考马斯亮蓝G-250染色法
取叶片0.3g，加2mL蒸馏水研磨（加少量石英砂），成浆后用3mL蒸馏水洗涤研钵，4000r/min，离心10min，取上清液0.1mL，加入5mL考马斯亮蓝，反应2min。在595nm波长下比色，并通过蛋白质的标准曲线计算得到的蛋白的值。
样品中蛋白质的含量（mg/gFW）=C×VT×V1× FW×1000
式中，C——查标准曲线值（μg）；
VT——提取液总体积（mL）；
FW——样品鲜重（g）；
V1——测定时加样量（mL）。
2.4 丙二醛含量的测定
称取叶片2g至洁净研钵，加入4mL10% TCA和少许石英砂迅速研磨，再加16mLTCA后继续研磨至匀浆，取匀浆4000g离心10min，分离取上清液4mL，加入4mL0.6% TBA溶液，充分混匀后沸水浴反应15min，迅速冷却后再离心。取上清液分别测定532nm、600nm和450nm波长下的消光度。根据植物组织的重量计算测定样品中MDA的含量：
MDA（μmol/g FW）=MDA浓度（μmol/L）×提取液体积（mL）/植物组织鲜重（g）
3 结果与分析
3.1 干旱胁迫下香樟苗期游离Pro的变化 对于干旱胁迫，渗透调节是植物适应干旱胁迫的主要生理机制之一[11]。从图1可以看出，随着干旱胁迫时间越长，植物体内游离脯氨酸积累越多。大量积累的脯氨酸作为渗透调节物质有助于提高细胞液浓度，降低渗透势，提高细胞保水能力。试验结果发现干旱胁迫下香樟叶片中游离脯氨酸含量有明显在增加，表明香樟具有对干旱胁迫的伤害产生应答并迅速自身积累渗透调节物质来减缓伤害的能力。
3.2 干旱胁迫对香樟苗期相对电导率的影响
在胁迫过程中，细胞往往因胁迫而出现细胞膜受损、破裂甚至完全裂解，造成细胞液外渗，因此植物细胞外渗液电导率的变化既能反映出细胞质膜受伤害的情况，也能反映品种的抗性强弱，可作为衡量胁迫损伤和育种选择的生理生化指标。由图2可知，随着胁迫时间的增加，香樟叶片组织中相对电导率逐渐增大，这表明，胁迫随时间的增加对香樟幼苗的伤害也在逐渐增加。
3.3 干旱胁迫对可溶性蛋白质含量的影响
从图3整个趋势来看，随着胁迫程度的增大，香樟幼苗可溶性蛋白质的含量呈现减少趋势，说明干旱胁迫下，蛋白质的合成受阻，或蛋白质的分解加速，导致其含量下降。胁迫时间延长，蛋白质含量的下降明显，幅度较大。分别对胁迫3d、6d、9d和12d的可溶性蛋白质相对含量与水分梯度进行相关分析，相关系数分别为0.964、0.976 和0.991，达到极显著水平。水分条件好，蛋白质含量叶较高；反之，水分条件差，渗透性低，蛋白质含量也较低。
3.4 干旱胁迫下MDA 含量的变化
MDA 是细胞膜膜脂过氧化最终分解产物，植物组织中MDA含量高低往往可以反映其遭受伤害的程度。如图4显示，在干旱胁迫试验的前3d，幼苗叶片MDA含量不变化明显，干旱胁迫3～9d，含量有明显增加的趋势，说明试验前期，模拟胁迫对香樟造成的伤害并不大，细胞膜未发生大量的膜脂过氧化，而到随着胁迫时间延长，胁迫造成的伤害则明显加重，组织细胞膜膜脂过氧化加剧，从而使得MDA含量急剧上升。
参考文献
[1] 陈有民.园林树木学[M].中国林业出版社，1990， 371-372.
[2] 邓东发.香樟播种繁殖技术[J].中国农村小康科技，2007， 4：42- 43.
[3] 毛春英，张纪德，王秀梅.樟树引种驯化及抗寒良苗栽培技术[J].林业科技，2001， 26（6）：10-12.
[4] 王念奎.不同浸种方式对香樟种子活力的影响[J]. 林业勘察设计，2008，2：59-63.
[5] 梁机，王志勇.不同贮藏条件和处理法对香樟种子发芽率的影响[J].安徽农业科学，2010，2：554-557.
[6] 梁柯，吴冬.种樟科树种苗木生长规律的研究[J].风景园林植物，2012，10：908-910 .
[7] 韦小丽，熊忠华.香樟和猴樟1 年生播种苗的生长发育规律[J].山地农业生物学报，2005，24（3）：205-208.
[8] 余昌元.香樟不同育苗方法试验研究[J].现代农业科技，2009，19：219-223.
[9] 肖剑峰， 邓清华等.香樟优良种源及配套栽培技术研究[J].江西农业学报，2009，21（5）：41-43.
[10] 李合生.植物生理生化实验技术和原理[M].北京：高等教育出版社，2001.
[11] Centritto M. Photosynthetic limitations and carbon partitioning in cherry in response to water defit and elevated[CO2][J]. Agriculture Ecosystems
关键词：香樟；苗期；干旱胁迫；生理应答
中图分类号：Q948.5 文献标识码：A
香樟（Cinnamomum camphora）为樟科樟属植物，又名樟树，是常绿阔叶乔木，主要分布在我国长江流域及以南地区，树形雄伟壮观，四季常绿，枝叶繁茂，浓阴覆地，是作为行道树庭阴树风景林和隔音林带的优良树种[1]。香樟具有净化空气的作用，能吸收多种有毒气体，对烟尘也有一定的适应力[2]。香樟木材质地致密，经久耐腐防蛀，气味独特芳香，是我国传统名贵用材树种，在化工、医药和国防工业有广泛应用[3]/。
香樟目前已有的研究包括种子萌发试验[4，5]、播种苗的生长特性[6，7]、育苗试验[8]及栽培技术研究[9]等方面，但是还未对这种植物在苗期生理进行系统的研究，本研究模拟各种外界环境胁迫处理的方法，通过测定香樟丙二醛（MDA）含量、相对电导率、游离脯氨酸含量和可溶性蛋白等生理生化指标，探讨香樟对苗期不同程度的干旱的响应，旨在进一步揭示香樟对环境胁迫的响应机制，为筛选及培育优良香樟品系和研究耐逆境香樟栽培技术提供科学依据。
1 实验材料与方法
1.1 植物材料
将收集于四川省泸州市泸县玉蟾实验基地的香樟种子采回实验室发芽，温室培养1a后，移栽幼苗，移栽用盆规格为上径口25cm×下径口20cm×高28cm 硬质塑料盆，装干土10 kg，每盆1株，于温室（28℃，24000 Lx光照16h；22℃黑暗8h）培养，1周定时浇灌1次。
1.2 幼苗处理
将苗圃中高0.5～0.6m香樟幼苗移栽到花盆中，植株分3组，每组10盆，进行30% PEG 6000浇灌以模拟干旱胁迫处理实验。分别取处理第0天（对照），第3天，第6天，第9天和第12天的香樟植株的第2～5片真叶进行各种生理指标的测定。注意使用相同生理部位的叶片进行同一生理指标的测定实验。
2 测定方法
2.1 游离脯氨酸含量的测定
参考李合生的测定方法进行测定[10]。
根据回归方程计算出测定液中脯氨酸的含量，然后计算样品中脯氨酸含量的百分数。计算公式如下：
单位鲜质量样品的脯氨酸含量（%）=（X×VT）/（W×VS×105）×100
式中 X——从标准曲线查处的2mL测定液中脯氨酸的含量（μg/mL）；
VT——提取液体积（mL）；
VS——测定是取用的样品体积（mL）；
W——样品质量（g）。
2.2 相对电导率测定
取相当大小香樟叶片先用自来水洗净，再用蒸馏水反复冲洗3次，吸干表面水分后沿主脉将叶片剪成适宜样品，快速称取0.2g样品分别放入洁净带盖刻度试管中，加入10mL去离子水后盖塞室温浸泡12h，使用电导仪测定浸提液电导率（R1），然后沸水浴加热处理30min，待其自然冷却至室温后摇匀，再次测定浸提液电导（R2），如此重复3次后计算相对电导率。
相对电导率= R1/R2×100%
2.3 可溶性蛋白质含量的测定—考马斯亮蓝G-250染色法
取叶片0.3g，加2mL蒸馏水研磨（加少量石英砂），成浆后用3mL蒸馏水洗涤研钵，4000r/min，离心10min，取上清液0.1mL，加入5mL考马斯亮蓝，反应2min。在595nm波长下比色，并通过蛋白质的标准曲线计算得到的蛋白的值。
样品中蛋白质的含量（mg/gFW）=C×VT×V1× FW×1000
式中，C——查标准曲线值（μg）；
VT——提取液总体积（mL）；
FW——样品鲜重（g）；
V1——测定时加样量（mL）。
2.4 丙二醛含量的测定
称取叶片2g至洁净研钵，加入4mL10% TCA和少许石英砂迅速研磨，再加16mLTCA后继续研磨至匀浆，取匀浆4000g离心10min，分离取上清液4mL，加入4mL0.6% TBA溶液，充分混匀后沸水浴反应15min，迅速冷却后再离心。取上清液分别测定532nm、600nm和450nm波长下的消光度。根据植物组织的重量计算测定样品中MDA的含量：
MDA（μmol/g FW）=MDA浓度（μmol/L）×提取液体积（mL）/植物组织鲜重（g）
3 结果与分析
3.1 干旱胁迫下香樟苗期游离Pro的变化 对于干旱胁迫，渗透调节是植物适应干旱胁迫的主要生理机制之一[11]。从图1可以看出，随着干旱胁迫时间越长，植物体内游离脯氨酸积累越多。大量积累的脯氨酸作为渗透调节物质有助于提高细胞液浓度，降低渗透势，提高细胞保水能力。试验结果发现干旱胁迫下香樟叶片中游离脯氨酸含量有明显在增加，表明香樟具有对干旱胁迫的伤害产生应答并迅速自身积累渗透调节物质来减缓伤害的能力。
3.2 干旱胁迫对香樟苗期相对电导率的影响
在胁迫过程中，细胞往往因胁迫而出现细胞膜受损、破裂甚至完全裂解，造成细胞液外渗，因此植物细胞外渗液电导率的变化既能反映出细胞质膜受伤害的情况，也能反映品种的抗性强弱，可作为衡量胁迫损伤和育种选择的生理生化指标。由图2可知，随着胁迫时间的增加，香樟叶片组织中相对电导率逐渐增大，这表明，胁迫随时间的增加对香樟幼苗的伤害也在逐渐增加。
3.3 干旱胁迫对可溶性蛋白质含量的影响
从图3整个趋势来看，随着胁迫程度的增大，香樟幼苗可溶性蛋白质的含量呈现减少趋势，说明干旱胁迫下，蛋白质的合成受阻，或蛋白质的分解加速，导致其含量下降。胁迫时间延长，蛋白质含量的下降明显，幅度较大。分别对胁迫3d、6d、9d和12d的可溶性蛋白质相对含量与水分梯度进行相关分析，相关系数分别为0.964、0.976 和0.991，达到极显著水平。水分条件好，蛋白质含量叶较高；反之，水分条件差，渗透性低，蛋白质含量也较低。
3.4 干旱胁迫下MDA 含量的变化
MDA 是细胞膜膜脂过氧化最终分解产物，植物组织中MDA含量高低往往可以反映其遭受伤害的程度。如图4显示，在干旱胁迫试验的前3d，幼苗叶片MDA含量不变化明显，干旱胁迫3～9d，含量有明显增加的趋势，说明试验前期，模拟胁迫对香樟造成的伤害并不大，细胞膜未发生大量的膜脂过氧化，而到随着胁迫时间延长，胁迫造成的伤害则明显加重，组织细胞膜膜脂过氧化加剧，从而使得MDA含量急剧上升。
参考文献
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[8] 余昌元.香樟不同育苗方法试验研究[J].现代农业科技，2009，19：219-223.
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[11] Centritto M. Photosynthetic limitations and carbon partitioning in cherry in response to water defit and elevated[CO2][J]. Agriculture Ecosystems