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中图分类号：S858.31 文献标识码：C 文章编号：1673-1085（2021）6-0017-04
鸡传染性贫血又称蓝翅病、出血综合征或贫血性皮炎综合征，是由鸡传染性贫血病毒（Chicken infectious anemia virus，CAV）引起的以雏鸡再生障碍性贫血和全身性淋巴组织萎缩为主要特征的免疫抑制病[1]。鸡传染性贫血病毒是圆环病毒科环状病毒属的成员之一[2]，无囊膜，病毒颗粒呈20面体对称，平均直径为25～26.5 nm。CAV的基因组为单股负链环状DNA，大小为2298 bp或2319 bp，编码3种病毒蛋白（VP1、VP2和VP3）[3]。目前發现的CAV毒株只有一个血清型，但是世界各地分离的CAV毒株的基因组序列存在差异，毒力也有所不同[3-5] 。
崔现兰等[6]1992年在我国发病鸡群中首次分离到该病毒，从而确证了该病在我国的存在。目前CAV已在各种不同鸡群中广泛传播，甚至在某些SPF鸡群中也检测到CAV的存在[7]。根据近几年的流行病学调查，鸡传染性贫血病毒在我国鸡群中的感染率约在40%～70%。2021年3月，某客户送检的种鸡群从6周龄开始，一些鸡只出现生长缓慢、发育不良、消瘦、贫血等症状。临床剖检病死鸡发现胸腺萎缩、骨髓颜色发黄，疑似鸡传染性贫血病毒感染，但调研发现该种鸡群还未免疫鸡传染性贫血疫苗。本研究采集死亡鸡只骨髓、脾等组织样品进行病毒的PCR鉴定，同时采集鸡群的血清进行CAV抗体检测，鉴定结果显示，该种鸡群发病为鸡传染性贫血感染。为了预防该病的发生，临床需要制定相应的防控措施。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
PCR引物由生工生物工程（上海）股份有限公司合成;DNA提取试剂盒、PCR反应试剂盒、2000bp Marker、琼脂糖、TAE均购自北京全式金生物技术有限公司。鸡传染性贫血病毒抗体检测试剂盒购自IDEXX公司，批号：GS518，有效期至2022年5月20日。CAV阳性对照购自英特威国际有限公司，批号02440060，有效期至2022年8月20日。
1.2 病料处理
采集疑似感染CAV鸡的骨髓、脾等病料，加入灭菌生理盐水充分研磨成5%～10%的匀浆液。将悬液移至离心管中充分摇震后，4 ℃，12000 r/min离心3 min，取上清液用于提取核酸。
1.3 样品的鉴定
1.3.1 引物 以提取核酸为模板，采用针对CAV的PCR检测引物，上游引物序列为：5’-GCATTCCGAGTGGTTACTATTCC-3’，下游引物序列为：5’-CGTCTTGCCATCTT-ACAGTCTTAT-3’，扩增目的片段大小为842 bp。
1.3.2 目的片段的扩增 PCR反应25μL体系：2×Easy Taq PCR SuperMix 12.5μL，上下游引物（10 ?mol/L）各1μL，DNA模板3μL，ddH2O 7.5μL。PCR反应程序为：94 ℃预变性5 min，94 ℃ 40 s，55 ℃40 s，72 ℃1 min，32个循环，72 ℃延伸10 min，于4 ℃保存，备用。
反应结束，取7μL PCR产物经1%琼脂糖凝胶电泳，于凝胶成像仪中观察并记录结果。
1.4 CAV抗体的检测
由于该鸡群尚未免疫鸡传染性贫血疫苗，可以参照IDEXX公司鸡传染性贫血病毒ELISA抗体检测试剂盒说明方法，检测血清中CAV的野毒抗体水平，共检测92份血清。
2 结果
2.1 临床症状及剖检变化
该种鸡群主要表现为精神沉郁、消瘦，肉髯、可视粘膜、皮肤苍白，临床剖检血液凝固不良，骨髓颜色淡黄色（图1），胸腺明显萎缩（图2），内脏器官及肌肉苍白（图3），法氏囊、脾脏有不同程度的萎缩，后期继发细菌感染引起肝坏死（图4）。
2.2 CAV 的 PCR鉴定
采集脾脏以及淡黄色的骨髓提取DNA，进行CAV的PCR扩增，琼脂糖凝胶电泳结果显示扩增出的目的条带（图5），符合预期片段大小，可以确诊所分离的病毒为CAV。
2.3 CAV 抗体检测
92份血清检测CAV野毒抗体阳性率为31.52%（29/92），证实该鸡群存在CAV的野毒感染。
3 鸡传染性贫血病的防控
3.1 免疫接种
目前规模化养殖场防治鸡传染性贫血最有效的方法是对种鸡群接种CAV疫苗，临床常免疫活疫苗2次，可使鸡群获得良好的免疫保护，同时保护后代鸡群获得较高的母源抗体，避免早期感染。本种鸡场CAV感染在母源抗体的空窗期，是抗体保护力不足导致的。需要注意的是，种鸡群在产蛋前3～4周和40日龄以内的雏鸡不适宜接种CAV弱毒疫苗[8]。
3.2 加强生物安全防控
养殖场采取全进全出制度，严禁从有发病史的鸡场引入。场区做好日常的消毒管理工作，使用消毒剂（如戊二醛、碘酸混合溶液、次氯酸钠溶液或者过硫酸氢钾复合物粉）进行严格消毒[8]，鸡舍可使用卫可、5%双链季铵盐络合碘等消毒剂轮换带鸡喷雾消毒，确保不留死角。鸡舍做好通风管理，控制好鸡群饲养密度，给鸡群创造一个舒适的环境，避免有害气体危害鸡群健康。同时做好人员、物资、车辆的消毒管理工作，预防病原的侵入。
3.3 CAV抗体监测
定期检测鸡群的CAV抗体，在疫苗免疫前检测CAV野毒抗体，评估是否存在CAV野毒感染。在开产前评估CAV的抗体水平，制定抗体基线保证鸡群产蛋期免受CAV的感染，防止垂直传播。
3.4 防止活苗污染 在某些弱毒活疫苗中发现REV、CAV等外源性病毒污染，使用了被污染的SPF鸡胚引起的，李阳等[9]首次报道在中国SPF鸡中检测到CIAV，并分离鉴定一个毒株（命名为SD1403），推测这可能是减毒疫苗被CAV污染的重要原因。种鸡群在整个饲养周期需要多次免疫活苗，在鸡群活疫苗的常规免疫过程中，一定在SPF鸡群和活苗中进行CAV等外源性病原的检测，保障疫苗的使用安全和免疫效果，特别是鸡痘、马立克氏疫苗的免疫，防止活疫苗中因CAV污染而感染雞群。
3.5 控制继发感染
当鸡群感染鸡传染性贫血时，由于机体免疫力下降，导致继发某些细菌性感染，特别是与其他免疫抑制性疾病共感染时，导致临床鸡群死淘率升高，产生更严重的免疫抑制。因此，在加强饲养管理的同时，针对继发性感染疾病需制定科学、有效的防控措施。
参考文献：
[1] 林欢，么帅、脱添蓓，等.一株鸡传染性贫血病毒的分离鉴定及全基因组序列分析[J].中国预防兽医学报，2017，39（6）：436 - 438.
[2] SCHAT K A. Chicken anemia virus[J] . Curr Top Microbiol Immunol，2009，331：151-183.
[3] 李岳，闫娜娜，刘爱晶，等.中国部分地区鸡传染性贫血流行病学调查及病原分离鉴定[J].中国预防兽医学报，2020，42（8）：761 - 765.
[4] DUCATEZ M F， CHEN H， GUAN Y， et al. Molecular epidemiology of chicken anemia virus （CAV） in Southeastern Chinese live birds markets [J]. Avian Dis， 2008， 52（1）： 68-73.
[5] OLSZEWSKA-TOMCZYK M， EDYTA SWIETON， MINTA Z， et al.Occurrence and phylogenetic studies of chicken anemia virus from Polish broiler flocks [J]. Avian Dis， 2016， 60（1）： 70-74.
[6] 崔现兰，辛桂香，吴东来. 鸡传染性贫血病毒的鉴定[J]. 中国畜禽传染病，1992（6）：3-5.
[7] LI Y， WANG Y X， FANG L C， et al. Genomic analysis of the chicken infectious anemia virus in a specific pathogen-free chicken population in China[J/OL]. BioMed Research International， 2016. http：//dx.doi.org/10.1155/2016/4275718.
[8] 薛冬梅. 鸡传染性贫血的流行病学、临床特征、实验室诊断和防控措施[J].现代畜牧科技，2021，75（3）：129-130.
[9] LI Y，WANG Y，FANG L，et al.Genomic Analysis of the Chicken Infectious Anemia Virus in a Specific Pathogen Free Chicken Population in China[J].BioMedResearch International，2016：4275718.
鸡传染性贫血又称蓝翅病、出血综合征或贫血性皮炎综合征，是由鸡传染性贫血病毒（Chicken infectious anemia virus，CAV）引起的以雏鸡再生障碍性贫血和全身性淋巴组织萎缩为主要特征的免疫抑制病[1]。鸡传染性贫血病毒是圆环病毒科环状病毒属的成员之一[2]，无囊膜，病毒颗粒呈20面体对称，平均直径为25～26.5 nm。CAV的基因组为单股负链环状DNA，大小为2298 bp或2319 bp，编码3种病毒蛋白（VP1、VP2和VP3）[3]。目前發现的CAV毒株只有一个血清型，但是世界各地分离的CAV毒株的基因组序列存在差异，毒力也有所不同[3-5] 。
崔现兰等[6]1992年在我国发病鸡群中首次分离到该病毒，从而确证了该病在我国的存在。目前CAV已在各种不同鸡群中广泛传播，甚至在某些SPF鸡群中也检测到CAV的存在[7]。根据近几年的流行病学调查，鸡传染性贫血病毒在我国鸡群中的感染率约在40%～70%。2021年3月，某客户送检的种鸡群从6周龄开始，一些鸡只出现生长缓慢、发育不良、消瘦、贫血等症状。临床剖检病死鸡发现胸腺萎缩、骨髓颜色发黄，疑似鸡传染性贫血病毒感染，但调研发现该种鸡群还未免疫鸡传染性贫血疫苗。本研究采集死亡鸡只骨髓、脾等组织样品进行病毒的PCR鉴定，同时采集鸡群的血清进行CAV抗体检测，鉴定结果显示，该种鸡群发病为鸡传染性贫血感染。为了预防该病的发生，临床需要制定相应的防控措施。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
PCR引物由生工生物工程（上海）股份有限公司合成;DNA提取试剂盒、PCR反应试剂盒、2000bp Marker、琼脂糖、TAE均购自北京全式金生物技术有限公司。鸡传染性贫血病毒抗体检测试剂盒购自IDEXX公司，批号：GS518，有效期至2022年5月20日。CAV阳性对照购自英特威国际有限公司，批号02440060，有效期至2022年8月20日。
1.2 病料处理
采集疑似感染CAV鸡的骨髓、脾等病料，加入灭菌生理盐水充分研磨成5%～10%的匀浆液。将悬液移至离心管中充分摇震后，4 ℃，12000 r/min离心3 min，取上清液用于提取核酸。
1.3 样品的鉴定
1.3.1 引物 以提取核酸为模板，采用针对CAV的PCR检测引物，上游引物序列为：5’-GCATTCCGAGTGGTTACTATTCC-3’，下游引物序列为：5’-CGTCTTGCCATCTT-ACAGTCTTAT-3’，扩增目的片段大小为842 bp。
1.3.2 目的片段的扩增 PCR反应25μL体系：2×Easy Taq PCR SuperMix 12.5μL，上下游引物（10 ?mol/L）各1μL，DNA模板3μL，ddH2O 7.5μL。PCR反应程序为：94 ℃预变性5 min，94 ℃ 40 s，55 ℃40 s，72 ℃1 min，32个循环，72 ℃延伸10 min，于4 ℃保存，备用。
反应结束，取7μL PCR产物经1%琼脂糖凝胶电泳，于凝胶成像仪中观察并记录结果。
1.4 CAV抗体的检测
由于该鸡群尚未免疫鸡传染性贫血疫苗，可以参照IDEXX公司鸡传染性贫血病毒ELISA抗体检测试剂盒说明方法，检测血清中CAV的野毒抗体水平，共检测92份血清。
2 结果
2.1 临床症状及剖检变化
该种鸡群主要表现为精神沉郁、消瘦，肉髯、可视粘膜、皮肤苍白，临床剖检血液凝固不良，骨髓颜色淡黄色（图1），胸腺明显萎缩（图2），内脏器官及肌肉苍白（图3），法氏囊、脾脏有不同程度的萎缩，后期继发细菌感染引起肝坏死（图4）。
2.2 CAV 的 PCR鉴定
采集脾脏以及淡黄色的骨髓提取DNA，进行CAV的PCR扩增，琼脂糖凝胶电泳结果显示扩增出的目的条带（图5），符合预期片段大小，可以确诊所分离的病毒为CAV。
2.3 CAV 抗体检测
92份血清检测CAV野毒抗体阳性率为31.52%（29/92），证实该鸡群存在CAV的野毒感染。
3 鸡传染性贫血病的防控
3.1 免疫接种
目前规模化养殖场防治鸡传染性贫血最有效的方法是对种鸡群接种CAV疫苗，临床常免疫活疫苗2次，可使鸡群获得良好的免疫保护，同时保护后代鸡群获得较高的母源抗体，避免早期感染。本种鸡场CAV感染在母源抗体的空窗期，是抗体保护力不足导致的。需要注意的是，种鸡群在产蛋前3～4周和40日龄以内的雏鸡不适宜接种CAV弱毒疫苗[8]。
3.2 加强生物安全防控
养殖场采取全进全出制度，严禁从有发病史的鸡场引入。场区做好日常的消毒管理工作，使用消毒剂（如戊二醛、碘酸混合溶液、次氯酸钠溶液或者过硫酸氢钾复合物粉）进行严格消毒[8]，鸡舍可使用卫可、5%双链季铵盐络合碘等消毒剂轮换带鸡喷雾消毒，确保不留死角。鸡舍做好通风管理，控制好鸡群饲养密度，给鸡群创造一个舒适的环境，避免有害气体危害鸡群健康。同时做好人员、物资、车辆的消毒管理工作，预防病原的侵入。
3.3 CAV抗体监测
定期检测鸡群的CAV抗体，在疫苗免疫前检测CAV野毒抗体，评估是否存在CAV野毒感染。在开产前评估CAV的抗体水平，制定抗体基线保证鸡群产蛋期免受CAV的感染，防止垂直传播。
3.4 防止活苗污染 在某些弱毒活疫苗中发现REV、CAV等外源性病毒污染，使用了被污染的SPF鸡胚引起的，李阳等[9]首次报道在中国SPF鸡中检测到CIAV，并分离鉴定一个毒株（命名为SD1403），推测这可能是减毒疫苗被CAV污染的重要原因。种鸡群在整个饲养周期需要多次免疫活苗，在鸡群活疫苗的常规免疫过程中，一定在SPF鸡群和活苗中进行CAV等外源性病原的检测，保障疫苗的使用安全和免疫效果，特别是鸡痘、马立克氏疫苗的免疫，防止活疫苗中因CAV污染而感染雞群。
3.5 控制继发感染
当鸡群感染鸡传染性贫血时，由于机体免疫力下降，导致继发某些细菌性感染，特别是与其他免疫抑制性疾病共感染时，导致临床鸡群死淘率升高，产生更严重的免疫抑制。因此，在加强饲养管理的同时，针对继发性感染疾病需制定科学、有效的防控措施。
参考文献：
[1] 林欢，么帅、脱添蓓，等.一株鸡传染性贫血病毒的分离鉴定及全基因组序列分析[J].中国预防兽医学报，2017，39（6）：436 - 438.
[2] SCHAT K A. Chicken anemia virus[J] . Curr Top Microbiol Immunol，2009，331：151-183.
[3] 李岳，闫娜娜，刘爱晶，等.中国部分地区鸡传染性贫血流行病学调查及病原分离鉴定[J].中国预防兽医学报，2020，42（8）：761 - 765.
[4] DUCATEZ M F， CHEN H， GUAN Y， et al. Molecular epidemiology of chicken anemia virus （CAV） in Southeastern Chinese live birds markets [J]. Avian Dis， 2008， 52（1）： 68-73.
[5] OLSZEWSKA-TOMCZYK M， EDYTA SWIETON， MINTA Z， et al.Occurrence and phylogenetic studies of chicken anemia virus from Polish broiler flocks [J]. Avian Dis， 2016， 60（1）： 70-74.
[6] 崔现兰，辛桂香，吴东来. 鸡传染性贫血病毒的鉴定[J]. 中国畜禽传染病，1992（6）：3-5.
[7] LI Y， WANG Y X， FANG L C， et al. Genomic analysis of the chicken infectious anemia virus in a specific pathogen-free chicken population in China[J/OL]. BioMed Research International， 2016. http：//dx.doi.org/10.1155/2016/4275718.
[8] 薛冬梅. 鸡传染性贫血的流行病学、临床特征、实验室诊断和防控措施[J].现代畜牧科技，2021，75（3）：129-130.
[9] LI Y，WANG Y，FANG L，et al.Genomic Analysis of the Chicken Infectious Anemia Virus in a Specific Pathogen Free Chicken Population in China[J].BioMedResearch International，2016：4275718.