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摘要：目的：讨论并分析3D打印聚己内酯（polycaprolactone ，PCL）和聚醚醚酮（Polyetheretherketone，PEEK）耳廓支架的溶血率，对比评价两种生物材料的溶血性能。方法：通过3D建模设计聚己内酯和聚醚醚酮的支架数据，利用熔融沉积法（FDM）打印出制备浸提液所需的材料支架，分别测定了聚己内酯和聚醚醚酮的细胞溶血率。溶血实验：将浸提液、生理盐水、蒸馏水分别加入兔抗凝血，测定溶血率。結果：聚己内酯和聚醚醚酮材料支架溶血率的平均值分别为2.51%和4.32%，说明聚己内酯材料和聚醚醚酮材料均无明显溶血反应（低于国家标准（5%）），而聚己内酯的溶血率小于聚醚醚酮的溶血率 ， 对比两种材料结果可知PCL与PEEK在溶血率的比较上有统计学差异（t=-15.034，P<0.05），表明聚已内酯相比聚醚醚酮具有更好的生物相容性。
关键词：聚己内酯;聚醚醚酮;溶血反应;耳廓畸形;3D打印耳廓支架
Abstract：Objective： To discuss and analyze the hemolysis rate of 3D printed PCL （polycaprolactone）and PEEK（Polyetheretherketone） auricle stents， and to evaluate the hemolysis performance of the two biomaterials. Methods： the data of PCL and PEEK scaffolds were designed by 3D modeling， and the material scaffolds needed to prepare the extract were printed by FDM （Fused Deposition Modelling）. Hemolysis test： the extract， normal saline and distilled water were added to rabbit anticoagulant respectively to determine the hemolysis rate. Results： the average hemolysis rate of PCL and PEEK scaffolds was 2.51% and 4.32% respectively， which indicated that PCL and PEEK scaffolds had no obvious hemolysis reaction （lower than the national standard （5%）， but the hemolysis rate of PCL was lower than that of PEEK， Comparing the results of the two materials， PCL and PEEK had significant difference in hemolysis rate （t = - 15.034， P < 0.05）， indicating that PCL had better biocompatibility than PEEK.
key words： Polycaprolactone， Polyetheretherketone， hemolytic reaction， auricle deformity， 3D Printing ，auricle stent
【中图分类号】R4 【文献标识码】A 【文章编号】1673-9026（2021）09-095-03
引言
耳廓由弹性软骨支架和被覆皮肤及其附属物组成的解剖复杂的三维结构，因此耳廓再造手术是重建外科中技术上极具挑战性的手术之一[1]。目前耳廓再造主要以手术为主，其中异体支架植入被广泛关注[1]。由于3D打印能利用医学数据（如CT或MRI数据）定制出针对不同患者的个性化和复杂的结构而被广泛应用于医学领域，同时随着3D打印技术的不断成熟和制造复杂结构方面的进步，对打印材料的要求也更加苛刻[3]。其中聚己内酯（PCL）和聚醚醚酮（PEEK）凭借着良好的生物学性能在耳廓畸形再造领域有着巨大的应用潜力[4， 5]。
PCL和PEEK作为一种新兴起的植入材料，植入患者体内会直接与体内组织直接接触，因此评价材料的生物相容性尤为重要。本实验成功制备了PCL和PEEK为材料的研究支架，通过测定两种材料的溶血率来评价其体外溶血试验，从而对比两种材料的生物相容性。
支架作为细胞粘附生长的基本框架，为组织再生提供细胞微环境，是决定最终成败的关键因素[6， 7]。理想的耳廓支架植入物的材料应具备以下特点：
1）生物相容性，即支架植入后能够与人体组织长期相容共存不会产生排斥反应和组织坏死、癌变等反应;[8， 9]
2）生物降解性和可吸收性，即支架植入后细胞可以生长入支架内部，最终支架降解形成理想组织;
3）良好的力学性能和可塑性，在受到外力作用下拥有足够的强度和弹性，变形后能够迅速复原;
4）具备适宜尺寸的疏松多孔结构，利于细胞粘附与増殖，促进组织生长融合和血管网形成;
而本试验着重从细胞溶血反应方面研究对比PCL和PEEK的生物相容性。
1 材料和方法
1.1主要实验材料及仪器：
1.1.1 实验材料
本研究使用的试验材料PCL和PEEK理化性能如表1。
1.1.2实验仪器
3D打印机及相关3D数据设计软件（INTAMSYS 快速成型系统，上海远铸智能技术有限公司，中国） 1.1.3 FDM工作原理
支架模型可以通过3D扫描仪、CT和MRI成像、各种3D软件创建的模型数据中导出并输入打印机，打印机通过将打印材料通过进料系统送入热熔喷嘴，并在喷嘴中形成半熔融聚合物后在 XY 平面运动挤出在工作台上，逐层加工最终形成三维产品部件。图1a和图1b为FDM过程。[14] [15， 16]
1.2实验方法
溶血试验检测支架溶血反应
1.2.1实验动物
清洁级实验用成熟兔2只，雄性，体重2.0～2.5kg，由广西医科大学实验动物中心提供。
1.2.2. 实验试剂
水合氯醛，0.9%生理盐水、蒸馏水、2%草酸钾溶液。
1.2.3试验材料支架制备
为了制备PEEK、PCL植入支架，利用建模软件（3Dmax），将支架数据设计为沿X轴、Y轴、Z轴的立体模型，然后将数据转换为STL文件，通过切片软件（IntamSuite）快速切片生成Gecode格式，用于控制FDM 3D打印机，如图2[17， 18]。用作打印材料的PEEK和PCL长丝通过进料管进入3D印刷机，分别在480℃（PEEK 高温喷头）和60℃（PCL 低温喷头）熔融注入喷嘴，进行逐层打印（0.1mm），将各层融合在一起形成植入支架，整个过程在数小时内完成[11， 19]。
图2 A.利用3Dmax软件制作需要的支架模型或者利用3D扫描仪扫描实物获取数据，导出数据为Stl（立体光刻）格式;B.将Stl（立体光刻）格式数据导入切片软件进行水平层切片处理，使立体模型转换成一层层的水平层，并生成能被3D打印机识别的Gecode格式文件;C.将文件导入至导入3D打印机内，调节打印机参数，选择PLA、PEEK打印材料，逐层打印植入支架。
1.2.4 用于制作浸提液支架的制备过程，如图3
1.2.5 PEEK和PCL支架材料浸提液的制备：
首先将打印出的PCL和PEEK支架进行灭菌处理，按浸提介质：表面积=1ml：3cm2 加入浸提介质0.9%生理盐水中。放入 37℃±1℃恒温箱中 24 小时得到支架浸提液，用0.22μm微孔滤器过滤除菌，4℃冰箱保存备用[20]。
1.2.6操作步骤
1）用 10%水合氯醛将实验用兔麻醉，注射器刺入心脏采血 20mL，加入2%草酸钾2ml制成新鲜抗凝血，按新鲜抗凝血：生理盐水=4：5的比例制成稀释后的兔抗凝血。
2）將实验分为生理盐水（阴性对照组）、蒸馏水组（阳性对照组）和0.9%生理盐水制备的浸提液（实验组）三组溶液置于 37℃水浴锅预热 30min，三组溶液各取 10mL 于离心管中，分别加入稀释后的兔抗凝血 0.2mL，混匀后继续在 37℃水浴锅 保温1h。
3）2500r/min，离心5min，取上清液，检测 545 nm 处检测各组吸光度值。重复以上实验 3 次，并计算支架浸提液溶血率的平均值：
溶血率=（实验组值-阴性对照组值）/（阳性对照组值-阴性对照组值）×100%。（公式1）
1.2.7 统计学处理
实验中数据采用 SPSS27.0 统计软件分析，计量资料采用均数±标准差（）表示，按照上述溶血率计算公式得到三组溶血率，取均值对比两种材料的溶血率。两种材料之间的比较采用t检验，以 P<0.05为差异具有统计学意义。
2实验结果
本实验PEEK和PCL支架的溶血率根据公式1计算，计算结果见下表2和表3，两种材料支架溶血率均小于 5%，所以本实验两种材料符合国家生物材料安全评价标准。
溶血试验是以材料在体外接触红细胞时的红细胞溶解程度和血红蛋白解离程度作为依据。根据表2和表3溶血试验结果表明，PCL材料支架的溶血率为2.51%，PEEK材料支架的溶血率为4.32%，得出PCL的溶血率小于PEEK的溶血率 ，由表4得出结论：对比两种材料结果可知PCL与PEEK在溶血率的比较上有统计学差异（t=-15.034，P<0.05），表明PCL相比PEEK具有更好的生物相容性。
3讨论
3 D 打印技术是以数字模型为基础，将打印材料在三维层面逐层精确堆积，从而快速制造所需三维实体技术，在本研究中成功地被应用于制备用于制作浸提液的三维支架，3D打印的优点在于可以最大程度满足个性化需求。近年来在医学领域被广泛运用，几乎应用于医学的所有子专业[21]，尤其在耳科重建领域有着更长远的意义。耳廓再造手术是耳科疾病中极具挑战性的手术之一，近年来，临床上治疗耳廓缺损再造主要是以自体肋软骨移植手术为主，虽然被广泛接受，但同时也具有极大的局限性，而利用生物材料进行3D打印个性化耳廓植入支架的应用为耳廓重建提供一种新的选择[22]，Zhu Peng [23]等对20 例小儿畸形患者利用 3D 打印模型耳廓重建与传统二维重建术后满意度的进行比较，得出前者取得了非常好的临床效果。随着3D打印技术在医学领域的成熟运用同时，医用 3D 打印高分子材料也已经取得了很大的进展，但由于临床对材料的各种性能有着非常高的要求，材料的安全性、生物相容性是必须考虑的因素[24， 25]，良好的生物性能会使材料在植入机体后，更易于使机体受损的组织或器官得以修复或重建。在众多的生物材料中，PCL和PEEK因具有良好的生物性能在临床上被得到广泛的应用，通过制备两种材料的浸提液进行体外实验研究对比其溶血率，得出PCL相比于PEEK材料具有更低的溶血率，表明PCL具备更好的生物相容性，但是材料的选择和利用受到多种因素的影响，单从溶血率比较筛选出某个材料更适合作为植入支架是不全面的，所以两种植入材料在其他生物性能方面进行进一步研究对比，以求寻找到植入材料的不足从而避免对人体的造成不可逆的伤害。 參考文献：
[1]. Balaji， S.M.， Two stage ear/microtia reconstruction using costal cartilage. Annals of Maxillofacial Surgery， 2015. 5（2）： p. 163.
[2]. Park， J.Y.， et al.， Development of a 3D cell printed structure as an alternative to autologs cartilage for auricular reconstruction. J Biomed Mater Res B Appl Biomater， 2017. 105（5）： p. 1016-1028.
[3]. Hempel， J.M.， et al.， Partial auricular reconstruction with porous polyethylene frameworks and superficial temporoparietal fascia flap. Eur Arch Otorhinolaryngol， 2014. 271（10）： p. 2761-6.
[4]. Zhao， Y.， et al.， Cytocompatibility， osseointegration， and bioactivity of three-dimensional porous and nanostructured network on polyetheretherketone. Biomaterials， 2013. 34（37）： p. 9264-77.
[5]. Tambralli， A.， et al.， A hybrid biomimetic scaffold composed of electrospun polycaprolactone nanofibers and self-assembled peptide amphiphile nanofibers. Biofabrication， 2009. 1（2）： p. 025001.
[6]. Nayyer， L.， et al.， Tissue Engineering. Plastic and Reconstructive Surgery， 2012. 129（5）： p. 1123-1137.
[7]. Do， A.， et al.， 3D Printing of Scaffolds for Tissue Regeneration Applications. Advanced Healthcare Materials， 2015. 4（12）： p. 1742-1762.
[8]. Havla， J.B.， et al.， Cartilage tissue engineering for auricular reconstruction： In vitro evaluation of potential genotoxic and cytotoxic effects of scaffold materials. Toxicology in Vitro， 2010. 24（3）： p. 849-853.
[9]. Bichara， D.A.， et al.， The Tissue-Engineered Auricle： Past， Present， and Future. Tissue Engineering Part B： Reviews， 2012. 18（1）： p. 51-61.
[10]. Gu， R.， et al.， Biocompatibility of polyetheretherketone for the treatment of orbital bone defects. International journal of ophthalmology， 2020. 13（5）： p. 725-730.
[11]. Feng， X.， et al.， Osteointegration of 3D-Printed Fully Porous Polyetheretherketone Scaffolds with Different Pore Sizes. ACS Omega， 2020. 5（41）： p. 26655-26666.
[12]. Haryńska， A.， et al.， Medical-Grade PCL Based Polyurethane System for FDM 3D Printing—Characterization and Fabrication. Materials， 2019. 12（6）： p. 887.
[13]. Chou， Y.， et al.， Development of a Three-Dimensional （3D） Printed Biodegradable Cage to Convert Morselized Corticocancellous Bone Chips into a Structured Cortical Bone Graft. International Journal of Molecular Sciences， 2016. 17（4）： p. 595.
[14]. Zopf， D.A.， et al.， Computer Aided-Designed， 3-Dimensionally Printed Porous Tissue Bioscaffolds for Craniofacial Soft Tissue Reconstruction. Otolaryngology-Head and Neck Surgery， 2015. 152（1）： p. 57-62. [15]. Kang， H.， C. Lin and S.J. Hollister， Topology optimization of three dimensional tissue engineering scaffold architectures for prescribed bulk modulus and diffusivity. Structural and Multidisciplinary Optimization， 2010. 42（4）： p. 633-644.
[16]. Muwaffak， Z.， et al.， Patient-specific 3D scanned and 3D printed antimicrobial polycaprolactone wound dressings. International journal of pharmaceutics， 2017. 527（1-2）： p. 161-170.
[17]. Haryńska， A.， et al.， Medical-Grade PCL Based Polyurethane System for FDM 3D Printing—Characterization and Fabrication. Materials， 2019. 12（6）： p. 887.
[18]. Haryńska， A.， et al.， Fabrication and Characterization of Flexible Medical-Grade TPU Filament for Fused Deposition Modeling 3DP Technology. Polymers， 2018. 10（12）： p. 1304.
[19]. Yao， Q.， et al.， Design， construction and mechanical testing of digital 3D anatomical data-based PCL-HA bone tissue engineering scaffold. Journal of Materials Science： Materials in Medicine， 2015. 26（1）.
[20]. Wang， L.， et al.， Cytotoxicity and Hemolytic Properties of Nano-Hydroxyapatite/Polyetheretherketone Biocomposites. Materials Science Forum， 2016. 848： p. 567-572.
[21]. Galstyan， A.， et al.， Applications of 3D printing in breast cancer management. 3D Print Med， 2021. 7（1）： p. 6.
[22]. Bos， E.J.， et al.， Developing a parametric ear model for auricular reconstruction： a new step towards patient-specific implants. J Craniomaxillofac Surg， 2015. 43（3）： p. 390-5.
[23]. Zhu， P. and S. Chen， Clinical outcomes following ear reconstruction with adjuvant 3D template model. Acta Otolaryngol， 2016. 136（12）： p. 1236-1241.
[24]. Deng， M.， et al.， Nanostructured polymeric scaffolds for orthopaedic regenerative engineering. IEEE Trans Nanobioscience， 2012. 11（1）： p. 3-14.
[25]. Muwaffak， Z.， et al.， Patient-specific 3D scanned and 3D printed antimicrobial polycaprolactone wound dressings. Int J Pharm， 2017. 527（1-2）： p. 161-170.
基金資助：2018年广西科技计划项目重点研发计划（桂科AB1850010）;2018年广西医疗卫生适宜技术开发与推广应用项目（S2018039）
关键词：聚己内酯;聚醚醚酮;溶血反应;耳廓畸形;3D打印耳廓支架
Abstract：Objective： To discuss and analyze the hemolysis rate of 3D printed PCL （polycaprolactone）and PEEK（Polyetheretherketone） auricle stents， and to evaluate the hemolysis performance of the two biomaterials. Methods： the data of PCL and PEEK scaffolds were designed by 3D modeling， and the material scaffolds needed to prepare the extract were printed by FDM （Fused Deposition Modelling）. Hemolysis test： the extract， normal saline and distilled water were added to rabbit anticoagulant respectively to determine the hemolysis rate. Results： the average hemolysis rate of PCL and PEEK scaffolds was 2.51% and 4.32% respectively， which indicated that PCL and PEEK scaffolds had no obvious hemolysis reaction （lower than the national standard （5%）， but the hemolysis rate of PCL was lower than that of PEEK， Comparing the results of the two materials， PCL and PEEK had significant difference in hemolysis rate （t = - 15.034， P < 0.05）， indicating that PCL had better biocompatibility than PEEK.
key words： Polycaprolactone， Polyetheretherketone， hemolytic reaction， auricle deformity， 3D Printing ，auricle stent
【中图分类号】R4 【文献标识码】A 【文章编号】1673-9026（2021）09-095-03
引言
耳廓由弹性软骨支架和被覆皮肤及其附属物组成的解剖复杂的三维结构，因此耳廓再造手术是重建外科中技术上极具挑战性的手术之一[1]。目前耳廓再造主要以手术为主，其中异体支架植入被广泛关注[1]。由于3D打印能利用医学数据（如CT或MRI数据）定制出针对不同患者的个性化和复杂的结构而被广泛应用于医学领域，同时随着3D打印技术的不断成熟和制造复杂结构方面的进步，对打印材料的要求也更加苛刻[3]。其中聚己内酯（PCL）和聚醚醚酮（PEEK）凭借着良好的生物学性能在耳廓畸形再造领域有着巨大的应用潜力[4， 5]。
PCL和PEEK作为一种新兴起的植入材料，植入患者体内会直接与体内组织直接接触，因此评价材料的生物相容性尤为重要。本实验成功制备了PCL和PEEK为材料的研究支架，通过测定两种材料的溶血率来评价其体外溶血试验，从而对比两种材料的生物相容性。
支架作为细胞粘附生长的基本框架，为组织再生提供细胞微环境，是决定最终成败的关键因素[6， 7]。理想的耳廓支架植入物的材料应具备以下特点：
1）生物相容性，即支架植入后能够与人体组织长期相容共存不会产生排斥反应和组织坏死、癌变等反应;[8， 9]
2）生物降解性和可吸收性，即支架植入后细胞可以生长入支架内部，最终支架降解形成理想组织;
3）良好的力学性能和可塑性，在受到外力作用下拥有足够的强度和弹性，变形后能够迅速复原;
4）具备适宜尺寸的疏松多孔结构，利于细胞粘附与増殖，促进组织生长融合和血管网形成;
而本试验着重从细胞溶血反应方面研究对比PCL和PEEK的生物相容性。
1 材料和方法
1.1主要实验材料及仪器：
1.1.1 实验材料
本研究使用的试验材料PCL和PEEK理化性能如表1。
1.1.2实验仪器
3D打印机及相关3D数据设计软件（INTAMSYS 快速成型系统，上海远铸智能技术有限公司，中国） 1.1.3 FDM工作原理
支架模型可以通过3D扫描仪、CT和MRI成像、各种3D软件创建的模型数据中导出并输入打印机，打印机通过将打印材料通过进料系统送入热熔喷嘴，并在喷嘴中形成半熔融聚合物后在 XY 平面运动挤出在工作台上，逐层加工最终形成三维产品部件。图1a和图1b为FDM过程。[14] [15， 16]
1.2实验方法
溶血试验检测支架溶血反应
1.2.1实验动物
清洁级实验用成熟兔2只，雄性，体重2.0～2.5kg，由广西医科大学实验动物中心提供。
1.2.2. 实验试剂
水合氯醛，0.9%生理盐水、蒸馏水、2%草酸钾溶液。
1.2.3试验材料支架制备
为了制备PEEK、PCL植入支架，利用建模软件（3Dmax），将支架数据设计为沿X轴、Y轴、Z轴的立体模型，然后将数据转换为STL文件，通过切片软件（IntamSuite）快速切片生成Gecode格式，用于控制FDM 3D打印机，如图2[17， 18]。用作打印材料的PEEK和PCL长丝通过进料管进入3D印刷机，分别在480℃（PEEK 高温喷头）和60℃（PCL 低温喷头）熔融注入喷嘴，进行逐层打印（0.1mm），将各层融合在一起形成植入支架，整个过程在数小时内完成[11， 19]。
图2 A.利用3Dmax软件制作需要的支架模型或者利用3D扫描仪扫描实物获取数据，导出数据为Stl（立体光刻）格式;B.将Stl（立体光刻）格式数据导入切片软件进行水平层切片处理，使立体模型转换成一层层的水平层，并生成能被3D打印机识别的Gecode格式文件;C.将文件导入至导入3D打印机内，调节打印机参数，选择PLA、PEEK打印材料，逐层打印植入支架。
1.2.4 用于制作浸提液支架的制备过程，如图3
1.2.5 PEEK和PCL支架材料浸提液的制备：
首先将打印出的PCL和PEEK支架进行灭菌处理，按浸提介质：表面积=1ml：3cm2 加入浸提介质0.9%生理盐水中。放入 37℃±1℃恒温箱中 24 小时得到支架浸提液，用0.22μm微孔滤器过滤除菌，4℃冰箱保存备用[20]。
1.2.6操作步骤
1）用 10%水合氯醛将实验用兔麻醉，注射器刺入心脏采血 20mL，加入2%草酸钾2ml制成新鲜抗凝血，按新鲜抗凝血：生理盐水=4：5的比例制成稀释后的兔抗凝血。
2）將实验分为生理盐水（阴性对照组）、蒸馏水组（阳性对照组）和0.9%生理盐水制备的浸提液（实验组）三组溶液置于 37℃水浴锅预热 30min，三组溶液各取 10mL 于离心管中，分别加入稀释后的兔抗凝血 0.2mL，混匀后继续在 37℃水浴锅 保温1h。
3）2500r/min，离心5min，取上清液，检测 545 nm 处检测各组吸光度值。重复以上实验 3 次，并计算支架浸提液溶血率的平均值：
溶血率=（实验组值-阴性对照组值）/（阳性对照组值-阴性对照组值）×100%。（公式1）
1.2.7 统计学处理
实验中数据采用 SPSS27.0 统计软件分析，计量资料采用均数±标准差（）表示，按照上述溶血率计算公式得到三组溶血率，取均值对比两种材料的溶血率。两种材料之间的比较采用t检验，以 P<0.05为差异具有统计学意义。
2实验结果
本实验PEEK和PCL支架的溶血率根据公式1计算，计算结果见下表2和表3，两种材料支架溶血率均小于 5%，所以本实验两种材料符合国家生物材料安全评价标准。
溶血试验是以材料在体外接触红细胞时的红细胞溶解程度和血红蛋白解离程度作为依据。根据表2和表3溶血试验结果表明，PCL材料支架的溶血率为2.51%，PEEK材料支架的溶血率为4.32%，得出PCL的溶血率小于PEEK的溶血率 ，由表4得出结论：对比两种材料结果可知PCL与PEEK在溶血率的比较上有统计学差异（t=-15.034，P<0.05），表明PCL相比PEEK具有更好的生物相容性。
3讨论
3 D 打印技术是以数字模型为基础，将打印材料在三维层面逐层精确堆积，从而快速制造所需三维实体技术，在本研究中成功地被应用于制备用于制作浸提液的三维支架，3D打印的优点在于可以最大程度满足个性化需求。近年来在医学领域被广泛运用，几乎应用于医学的所有子专业[21]，尤其在耳科重建领域有着更长远的意义。耳廓再造手术是耳科疾病中极具挑战性的手术之一，近年来，临床上治疗耳廓缺损再造主要是以自体肋软骨移植手术为主，虽然被广泛接受，但同时也具有极大的局限性，而利用生物材料进行3D打印个性化耳廓植入支架的应用为耳廓重建提供一种新的选择[22]，Zhu Peng [23]等对20 例小儿畸形患者利用 3D 打印模型耳廓重建与传统二维重建术后满意度的进行比较，得出前者取得了非常好的临床效果。随着3D打印技术在医学领域的成熟运用同时，医用 3D 打印高分子材料也已经取得了很大的进展，但由于临床对材料的各种性能有着非常高的要求，材料的安全性、生物相容性是必须考虑的因素[24， 25]，良好的生物性能会使材料在植入机体后，更易于使机体受损的组织或器官得以修复或重建。在众多的生物材料中，PCL和PEEK因具有良好的生物性能在临床上被得到广泛的应用，通过制备两种材料的浸提液进行体外实验研究对比其溶血率，得出PCL相比于PEEK材料具有更低的溶血率，表明PCL具备更好的生物相容性，但是材料的选择和利用受到多种因素的影响，单从溶血率比较筛选出某个材料更适合作为植入支架是不全面的，所以两种植入材料在其他生物性能方面进行进一步研究对比，以求寻找到植入材料的不足从而避免对人体的造成不可逆的伤害。 參考文献：
[1]. Balaji， S.M.， Two stage ear/microtia reconstruction using costal cartilage. Annals of Maxillofacial Surgery， 2015. 5（2）： p. 163.
[2]. Park， J.Y.， et al.， Development of a 3D cell printed structure as an alternative to autologs cartilage for auricular reconstruction. J Biomed Mater Res B Appl Biomater， 2017. 105（5）： p. 1016-1028.
[3]. Hempel， J.M.， et al.， Partial auricular reconstruction with porous polyethylene frameworks and superficial temporoparietal fascia flap. Eur Arch Otorhinolaryngol， 2014. 271（10）： p. 2761-6.
[4]. Zhao， Y.， et al.， Cytocompatibility， osseointegration， and bioactivity of three-dimensional porous and nanostructured network on polyetheretherketone. Biomaterials， 2013. 34（37）： p. 9264-77.
[5]. Tambralli， A.， et al.， A hybrid biomimetic scaffold composed of electrospun polycaprolactone nanofibers and self-assembled peptide amphiphile nanofibers. Biofabrication， 2009. 1（2）： p. 025001.
[6]. Nayyer， L.， et al.， Tissue Engineering. Plastic and Reconstructive Surgery， 2012. 129（5）： p. 1123-1137.
[7]. Do， A.， et al.， 3D Printing of Scaffolds for Tissue Regeneration Applications. Advanced Healthcare Materials， 2015. 4（12）： p. 1742-1762.
[8]. Havla， J.B.， et al.， Cartilage tissue engineering for auricular reconstruction： In vitro evaluation of potential genotoxic and cytotoxic effects of scaffold materials. Toxicology in Vitro， 2010. 24（3）： p. 849-853.
[9]. Bichara， D.A.， et al.， The Tissue-Engineered Auricle： Past， Present， and Future. Tissue Engineering Part B： Reviews， 2012. 18（1）： p. 51-61.
[10]. Gu， R.， et al.， Biocompatibility of polyetheretherketone for the treatment of orbital bone defects. International journal of ophthalmology， 2020. 13（5）： p. 725-730.
[11]. Feng， X.， et al.， Osteointegration of 3D-Printed Fully Porous Polyetheretherketone Scaffolds with Different Pore Sizes. ACS Omega， 2020. 5（41）： p. 26655-26666.
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基金資助：2018年广西科技计划项目重点研发计划（桂科AB1850010）;2018年广西医疗卫生适宜技术开发与推广应用项目（S2018039）