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摘 要：浮萍可以在特定條件下快速积累淀粉，具有一定的能源价值。文章主要阐述了浮萍体内淀粉积累和淀粉降解过程所受调控因子的情况，希望能对行业发展有所借鉴。
关键词：浮萍;能源价值;淀粉降解过程
中图分类号：Q949.717.3 文献标识码：A 文章编号：1674-1064（2021）02-008-02
DOI：10.12310/j.issn.1674-1064.2021.02.004
关于浮萍体内淀粉能源价值的研究，一方面着力于提高淀粉转化为乙醇或丁醇的比重。Xu等[1]用α-淀粉酶、支链淀粉酶、淀粉葡萄糖苷酶水解的浮萍，还原糖回收率达到96.8%，还原糖利用率增加促进了产乙醇的量增加。研究表明，高淀粉浮萍（L.punctata）加入丙酮丁醇梭杆菌CICC 8012生产丁醇，浮萍的酸性水解产生的糖包括葡萄糖（32.24%）、木糖（1.15%）、半乳糖（4.61%），这些糖可在丙酮丁醇梭杆菌作用下产生溶剂丁醇等。其中，正丁醇溶剂的质量分数达到68.46%，比玉米糖浆产生的正丁醇溶剂高出14.11%。
另一方面，科研人员着力于促进浮萍体内淀粉积累的实验研究，主要着力于刺激光合作用合成淀粉以及抑制淀粉降解。光合作用可以合成葡萄糖，再以淀粉形式进行储存。刺激光合作用需要增加光照强度或提高环境中的二氧化碳浓度，这往往难以实现且价值不菲，尤其是在户外;而后者通常通过操纵温度、调整营养元素以及施加化学抑制剂来实现，相对简单易行。
植物叶片中的淀粉降解主要包括水解途径和磷酸解途径，图1中所示的实线表示水解淀粉途径，虚线表示磷酸酸解途径。几条分解途径及相关淀粉酶的功能简述如下：
葡聚糖-水双激酶（GWD）和磷酸葡聚糖-水双激酶（PWD）磷酸解淀粉，淀粉粒结构转变;异淀粉酶（ISA3）作用于松散淀粉粒而释放出磷酸葡聚糖，磷酸葡聚糖磷酸酶（SEX4）去除GWD和PWD磷酸化的磷酸，与其他淀粉水解酶协同作用使淀粉分解;α-淀粉酶（AMY）使葡聚糖的α-1，4葡萄糖苷键水解;β-淀粉酶（BAM3）水解葡聚糖，并生成麦芽糖;麦芽糖通过叶绿体膜上的麦芽糖转运子（MEX1）向细胞质输出。
淀粉降解过程受到许多因子的调控，如营养饥饿、光照和生物节律、阳离子浓度以及化学抑制剂等都可以抑制浮萍体内的淀粉分解。
营养饥饿：许多文献表明氮[1]、磷[2]、钾[3]等营养元素的缺乏，可能减少淀粉在浮萍细胞内的消耗，从而导致淀粉积累。Ciereszko等[4]研究发现在浮萍生长水体中缺乏磷时会促进淀粉含量的积累，其原理是缺乏磷后使得根和叶片中的淀粉合成酶活性增加，主要是促进蔗糖磷酸合成酶、中性转化酶等淀粉合成酶的活性，以促进淀粉含量的增加。营养饥饿是目前最经济且可行的方法。Xu等首先在一家位于美国加利福尼亚州泽伦市的养猪厂培养高淀粉含量浮萍，利用收获的生物质来生产生物乙醇。Farrell在23ha的氧化塘规模化培养浮萍，发现在营养缺乏的条件下，浮萍的淀粉含量从低于10%增长到平均19%。对于不同种的浮萍，浮萍密度、采收频率和营养供应这三种因素影响着淀粉积累。迄今为止，规模化培养浮萍得到的淀粉含量最高为52.9%。
光照和昼夜节律。光照通过氧化还原作用，对淀粉解进行控制。据报道，在缺少丙糖磷酸化转移因子的植物中，氧化还原作用同时调控淀粉的合成及降解。
昼夜节律同样可以调控浮萍体内的淀粉积累。日间，植物进行光合作用，合成叶片过渡型淀粉，储藏碳源，淀粉含量持续增加;夜间，叶片淀粉为植物体提供碳源，淀粉含量持续减少[8]。研究表明，昼夜温度同样影响淀粉积累：日间温度相同的情况下，夜间温度越低，紫背浮萍体内淀粉积累越快速;夜间温度相同的情况下，日间温度的变化对于紫背浮萍淀粉积累不产生实质影响[5]。
淀粉降解基因转录后的调控机制在降解速率调控方面发挥着更加重要的作用：淀粉降解相关酶通过氧化还原作用的激活;淀粉降解中间产物的反馈作用[6]。
研究人员在营养饥饿的基础上，研究了温度和日总光量（DLI）对紫背浮萍体内淀粉积累的影响，发现低温和高DLI可以促进浮萍体内淀粉的积累。生长在5℃的紫背浮萍的淀粉含量比25℃的高114%;在不同温度梯度下（5℃、15℃、25℃），提高DLI均可以导致淀粉含量增加。
阳离子浓度：钠是浮萍生长的必需元素，其在环境中的浓度同样影响着淀粉的积累。用不同浓度梯度的氯化钠（10mM、20mM、30mM）处理紫背浮萍，培养4天之后，淀粉含量比不添加氯化钠的对照组分别高13.4%、15.7%和18.7%。
重金属同样可以刺激淀粉在浮萍体内的积累。研究人员报道了铬酸盐、Ni2+等离子均可以抑制紫背浮萍的生长，并且刺激淀粉积累[7]。浮萍已被广泛用于水质的生物监测，以及去除污水中的重金属离子。然而，对植物施加重金属离子的处理，将会造成生长逆境，还需要通过进一步的研究解决这个问题。
化学抑制剂。某些可以对植物或微生物的代谢产生抑制作用的化学物质，同样影响着淀粉在浮萍体内的积累。比如氨基茚磷酸（AIP），一种强效的苯丙氨酸解氨酶（PAL，EC 4.3.1.5，通常存在于高等植物、酵母、菌类可溶性部分）抑制剂，在浮萍的生长环境中加入100μM AIP，培养5天后，浮萍内淀粉增加130%（干重比），培养8天后增加370%（干重比）。
脱落酸（ABA）是一种以异戊二烯为基本单位的l5碳的类倍半萜类植物激素，由于可加速叶片脱落而得名脱落酸。在高等植物中，可以由体内的类胡萝卜素途径合成脱落酸。
ABA在植物的生长发育、非生物胁迫和生物胁迫中有多重作用，在非生物胁迫中ABA可以促进植物对非生物胁迫的耐性，因此ABA也称为应激激素或胁迫激素。营养饥饿和阳离子浓度会对浮萍生长造成胁迫，胁迫之下的植物通常会产生大量脱落酸（ABA），当胁迫解除后，ABA的含量又会大大下降。有报道显示，施加85mM NaCl后，浮萍体内的ABA水平增加了50%。 ABA影響着植物的多种生理过程，包括休眠、衰老、种子萌发以及生长[8]，抑制气孔张开或促进气孔关闭[9]，同时也影响着浮萍的生长状态。有报道说明，相比未施加ABA的对照组，施加1ppm外源ABA的某些紫萍和青萍的生长更为缓慢[10]。有研究人员对施加了外源ABA的L.gibba进行监测，发现鲜重减少，而干重增加，说明尽管ABA会抑制浮萍生长，但是不会对浮萍体内有机物的生产造成抑制。实际上，在ABA的抑制作用下，浮萍在体内不断积累淀粉。对L.Minor施加10-6M ABA，培养6天后，鲜重减少到约60%，而干重增加到220%，淀粉干重比增加到约500%。已有研究表明，ABA可以抑制α-淀粉酶与β-淀粉酶的活性，降低浮萍降解的速率，使得浮萍体内淀粉含量不断积累;并且，这种影响对β-淀粉酶降解途径的作用更为明显。
只有到达一定浓度的ABA，才能对浮萍体内淀粉的积累产生刺激作用。有研究表明，对L.gibba施加3×10-6 M ABA，浮萍的生长速度将会显著放缓，淀粉同时产生积累;而施加10-7 M ABA时发生相反的结果，浮萍细胞快速生长，淀粉颗粒消失。之前对外源ABA影响浮萍生长的研究集中在高浓度（高于0.1mg/L）范围，并且已经确定高浓度外源ABA可以抑制浮萍生长，促进淀粉积累。因此，本研究将外源ABA的浓度设置为0～0.1mg/L，探究低浓度外源ABA对浮萍体内淀粉降解的影响。
通过文献调研可知，国内外对于浮萍能源价值的研究主要集中在促进浮萍体内淀粉的积累，主要指淀粉的合成与淀粉的降解。其中，对于淀粉合成的机理研究较为丰富，已经抵达基因层面，而对淀粉降解的研究较为缺乏。因此，本研究的目的确定为探索外源脱落酸将会怎样调控浮萍体内的淀粉降解机制。
参考文献
[1] Xuezhi Wang，Weihua Cui，Weiwu Hu，et al.Abscisic Acid-Induced Starch Accumulation in Bioenergy CropDuckweed Spirodela polyrrhiza[J].Bioenergy Research，2016：1-10.
[2] Papong S.，Malakul P..Life-cycle energy and environmental analysis of bioethanol production from cassava in Thailand[J].Bioresource Technology，2010，101（Suppl 1）：S112-S118.
[3] Zhang L.，Chen Q.，Jin Y.L.，et al.Energy-saving direct ethanol production from viscosity reduction mash of sweet potato at very high gravity （VHG）[J].Fuel Processing Technology，2010，91（12）：1845-1850.
[4] Reid M.S.，Bieleski R.L.Response of Spirodelaoligorrhiza M to phosphorus deficiency[J].Plant Physiology，1970，46：609–613.
[5] Li B，Geiger D R，Shieh W J.Evidence for circadian regulation of starch and sucrose synthesis in sugar beet leaves[J].Plant Physiology，1992，99（4）：1393-1399.
[6] Cui W.，Xu J.，Cheng J.J.Duckweed starchaccumulation for bioethanol production[A].In 2011ASABE Annual Meeting，Paper Number：1111247，2011.
[7] Smith A M，Zeeman S，Niittylae T，et al.Starch degradation in leaves[J].Appl Glycosci，2003，50（2）：173-176.
[8] Addicott F.T.，Lyon J.L.Physiology of abscisicacid and related substances[J].Annual Review of PlantPhysiology，1969，20：119-164.
[9] Julian I S.，Gethyn J.A.，Veronique H.，et al.Guard Cell Signal Transduction[J].Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology，2001，52（1）：627-658.
[10] Dekock P.C.，Vaughan D.，Hall A.Effect of abscisicacid and benzyl adenine on the inorganic andorganic composition of the duckweed，Lemna gibbaL[J]. New Phytologist，1978，81：505-511.
关键词：浮萍;能源价值;淀粉降解过程
中图分类号：Q949.717.3 文献标识码：A 文章编号：1674-1064（2021）02-008-02
DOI：10.12310/j.issn.1674-1064.2021.02.004
关于浮萍体内淀粉能源价值的研究，一方面着力于提高淀粉转化为乙醇或丁醇的比重。Xu等[1]用α-淀粉酶、支链淀粉酶、淀粉葡萄糖苷酶水解的浮萍，还原糖回收率达到96.8%，还原糖利用率增加促进了产乙醇的量增加。研究表明，高淀粉浮萍（L.punctata）加入丙酮丁醇梭杆菌CICC 8012生产丁醇，浮萍的酸性水解产生的糖包括葡萄糖（32.24%）、木糖（1.15%）、半乳糖（4.61%），这些糖可在丙酮丁醇梭杆菌作用下产生溶剂丁醇等。其中，正丁醇溶剂的质量分数达到68.46%，比玉米糖浆产生的正丁醇溶剂高出14.11%。
另一方面，科研人员着力于促进浮萍体内淀粉积累的实验研究，主要着力于刺激光合作用合成淀粉以及抑制淀粉降解。光合作用可以合成葡萄糖，再以淀粉形式进行储存。刺激光合作用需要增加光照强度或提高环境中的二氧化碳浓度，这往往难以实现且价值不菲，尤其是在户外;而后者通常通过操纵温度、调整营养元素以及施加化学抑制剂来实现，相对简单易行。
植物叶片中的淀粉降解主要包括水解途径和磷酸解途径，图1中所示的实线表示水解淀粉途径，虚线表示磷酸酸解途径。几条分解途径及相关淀粉酶的功能简述如下：
葡聚糖-水双激酶（GWD）和磷酸葡聚糖-水双激酶（PWD）磷酸解淀粉，淀粉粒结构转变;异淀粉酶（ISA3）作用于松散淀粉粒而释放出磷酸葡聚糖，磷酸葡聚糖磷酸酶（SEX4）去除GWD和PWD磷酸化的磷酸，与其他淀粉水解酶协同作用使淀粉分解;α-淀粉酶（AMY）使葡聚糖的α-1，4葡萄糖苷键水解;β-淀粉酶（BAM3）水解葡聚糖，并生成麦芽糖;麦芽糖通过叶绿体膜上的麦芽糖转运子（MEX1）向细胞质输出。
淀粉降解过程受到许多因子的调控，如营养饥饿、光照和生物节律、阳离子浓度以及化学抑制剂等都可以抑制浮萍体内的淀粉分解。
营养饥饿：许多文献表明氮[1]、磷[2]、钾[3]等营养元素的缺乏，可能减少淀粉在浮萍细胞内的消耗，从而导致淀粉积累。Ciereszko等[4]研究发现在浮萍生长水体中缺乏磷时会促进淀粉含量的积累，其原理是缺乏磷后使得根和叶片中的淀粉合成酶活性增加，主要是促进蔗糖磷酸合成酶、中性转化酶等淀粉合成酶的活性，以促进淀粉含量的增加。营养饥饿是目前最经济且可行的方法。Xu等首先在一家位于美国加利福尼亚州泽伦市的养猪厂培养高淀粉含量浮萍，利用收获的生物质来生产生物乙醇。Farrell在23ha的氧化塘规模化培养浮萍，发现在营养缺乏的条件下，浮萍的淀粉含量从低于10%增长到平均19%。对于不同种的浮萍，浮萍密度、采收频率和营养供应这三种因素影响着淀粉积累。迄今为止，规模化培养浮萍得到的淀粉含量最高为52.9%。
光照和昼夜节律。光照通过氧化还原作用，对淀粉解进行控制。据报道，在缺少丙糖磷酸化转移因子的植物中，氧化还原作用同时调控淀粉的合成及降解。
昼夜节律同样可以调控浮萍体内的淀粉积累。日间，植物进行光合作用，合成叶片过渡型淀粉，储藏碳源，淀粉含量持续增加;夜间，叶片淀粉为植物体提供碳源，淀粉含量持续减少[8]。研究表明，昼夜温度同样影响淀粉积累：日间温度相同的情况下，夜间温度越低，紫背浮萍体内淀粉积累越快速;夜间温度相同的情况下，日间温度的变化对于紫背浮萍淀粉积累不产生实质影响[5]。
淀粉降解基因转录后的调控机制在降解速率调控方面发挥着更加重要的作用：淀粉降解相关酶通过氧化还原作用的激活;淀粉降解中间产物的反馈作用[6]。
研究人员在营养饥饿的基础上，研究了温度和日总光量（DLI）对紫背浮萍体内淀粉积累的影响，发现低温和高DLI可以促进浮萍体内淀粉的积累。生长在5℃的紫背浮萍的淀粉含量比25℃的高114%;在不同温度梯度下（5℃、15℃、25℃），提高DLI均可以导致淀粉含量增加。
阳离子浓度：钠是浮萍生长的必需元素，其在环境中的浓度同样影响着淀粉的积累。用不同浓度梯度的氯化钠（10mM、20mM、30mM）处理紫背浮萍，培养4天之后，淀粉含量比不添加氯化钠的对照组分别高13.4%、15.7%和18.7%。
重金属同样可以刺激淀粉在浮萍体内的积累。研究人员报道了铬酸盐、Ni2+等离子均可以抑制紫背浮萍的生长，并且刺激淀粉积累[7]。浮萍已被广泛用于水质的生物监测，以及去除污水中的重金属离子。然而，对植物施加重金属离子的处理，将会造成生长逆境，还需要通过进一步的研究解决这个问题。
化学抑制剂。某些可以对植物或微生物的代谢产生抑制作用的化学物质，同样影响着淀粉在浮萍体内的积累。比如氨基茚磷酸（AIP），一种强效的苯丙氨酸解氨酶（PAL，EC 4.3.1.5，通常存在于高等植物、酵母、菌类可溶性部分）抑制剂，在浮萍的生长环境中加入100μM AIP，培养5天后，浮萍内淀粉增加130%（干重比），培养8天后增加370%（干重比）。
脱落酸（ABA）是一种以异戊二烯为基本单位的l5碳的类倍半萜类植物激素，由于可加速叶片脱落而得名脱落酸。在高等植物中，可以由体内的类胡萝卜素途径合成脱落酸。
ABA在植物的生长发育、非生物胁迫和生物胁迫中有多重作用，在非生物胁迫中ABA可以促进植物对非生物胁迫的耐性，因此ABA也称为应激激素或胁迫激素。营养饥饿和阳离子浓度会对浮萍生长造成胁迫，胁迫之下的植物通常会产生大量脱落酸（ABA），当胁迫解除后，ABA的含量又会大大下降。有报道显示，施加85mM NaCl后，浮萍体内的ABA水平增加了50%。 ABA影響着植物的多种生理过程，包括休眠、衰老、种子萌发以及生长[8]，抑制气孔张开或促进气孔关闭[9]，同时也影响着浮萍的生长状态。有报道说明，相比未施加ABA的对照组，施加1ppm外源ABA的某些紫萍和青萍的生长更为缓慢[10]。有研究人员对施加了外源ABA的L.gibba进行监测，发现鲜重减少，而干重增加，说明尽管ABA会抑制浮萍生长，但是不会对浮萍体内有机物的生产造成抑制。实际上，在ABA的抑制作用下，浮萍在体内不断积累淀粉。对L.Minor施加10-6M ABA，培养6天后，鲜重减少到约60%，而干重增加到220%，淀粉干重比增加到约500%。已有研究表明，ABA可以抑制α-淀粉酶与β-淀粉酶的活性，降低浮萍降解的速率，使得浮萍体内淀粉含量不断积累;并且，这种影响对β-淀粉酶降解途径的作用更为明显。
只有到达一定浓度的ABA，才能对浮萍体内淀粉的积累产生刺激作用。有研究表明，对L.gibba施加3×10-6 M ABA，浮萍的生长速度将会显著放缓，淀粉同时产生积累;而施加10-7 M ABA时发生相反的结果，浮萍细胞快速生长，淀粉颗粒消失。之前对外源ABA影响浮萍生长的研究集中在高浓度（高于0.1mg/L）范围，并且已经确定高浓度外源ABA可以抑制浮萍生长，促进淀粉积累。因此，本研究将外源ABA的浓度设置为0～0.1mg/L，探究低浓度外源ABA对浮萍体内淀粉降解的影响。
通过文献调研可知，国内外对于浮萍能源价值的研究主要集中在促进浮萍体内淀粉的积累，主要指淀粉的合成与淀粉的降解。其中，对于淀粉合成的机理研究较为丰富，已经抵达基因层面，而对淀粉降解的研究较为缺乏。因此，本研究的目的确定为探索外源脱落酸将会怎样调控浮萍体内的淀粉降解机制。
参考文献
[1] Xuezhi Wang，Weihua Cui，Weiwu Hu，et al.Abscisic Acid-Induced Starch Accumulation in Bioenergy CropDuckweed Spirodela polyrrhiza[J].Bioenergy Research，2016：1-10.
[2] Papong S.，Malakul P..Life-cycle energy and environmental analysis of bioethanol production from cassava in Thailand[J].Bioresource Technology，2010，101（Suppl 1）：S112-S118.
[3] Zhang L.，Chen Q.，Jin Y.L.，et al.Energy-saving direct ethanol production from viscosity reduction mash of sweet potato at very high gravity （VHG）[J].Fuel Processing Technology，2010，91（12）：1845-1850.
[4] Reid M.S.，Bieleski R.L.Response of Spirodelaoligorrhiza M to phosphorus deficiency[J].Plant Physiology，1970，46：609–613.
[5] Li B，Geiger D R，Shieh W J.Evidence for circadian regulation of starch and sucrose synthesis in sugar beet leaves[J].Plant Physiology，1992，99（4）：1393-1399.
[6] Cui W.，Xu J.，Cheng J.J.Duckweed starchaccumulation for bioethanol production[A].In 2011ASABE Annual Meeting，Paper Number：1111247，2011.
[7] Smith A M，Zeeman S，Niittylae T，et al.Starch degradation in leaves[J].Appl Glycosci，2003，50（2）：173-176.
[8] Addicott F.T.，Lyon J.L.Physiology of abscisicacid and related substances[J].Annual Review of PlantPhysiology，1969，20：119-164.
[9] Julian I S.，Gethyn J.A.，Veronique H.，et al.Guard Cell Signal Transduction[J].Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology，2001，52（1）：627-658.
[10] Dekock P.C.，Vaughan D.，Hall A.Effect of abscisicacid and benzyl adenine on the inorganic andorganic composition of the duckweed，Lemna gibbaL[J]. New Phytologist，1978，81：505-511.