目的考虑到动物种属的差异性,作为致癌性评估的筛选试验,国内外的致突变实验研究体系正在从细菌和动物体细胞、生殖细胞向人源性细胞过渡。作为体系的重要组成部分,代谢活化系统构建的特异性和可行性就成为研究的关键,为了满足体内复杂环境的真实代谢条件,本研究旨在构建人源性肝细胞系和肠细胞系共培养模型,并在此基础上进行微核试验,以探索所构建的肝肠细胞共培养体系在致突变研究中的应用。材料和方法选择肝细胞系HepG2细胞和肠细胞系Caco-2细胞建立共培养模。将Caco-2细胞接种在Transwell上层,HepG2细胞接种在六孔板底层,各自贴壁后将Transwell上层浸入六孔板中,应用MEM培养基作为共培养基。以OECD推荐的致突变实验结果评价参考化学物环磷酰胺（CP）、甲磺酸乙酯（EMS）为阳性物,CCK-8测定两种典型致突变物对HepG2细胞的半数抑制浓度。以半数抑制浓度为高剂量组,依次设置中、低剂量组和溶剂、空白对照组(CP为38、19和9.5μg·mL^-1,EMS为1.3、0.65和0.325μg·mL^-1)。共培养24 h后,对共培养细胞和单独培养的HepG2细胞进行染毒。24 h后共培养模型移去上层的Caco-2细胞,向下层的HepG2细胞和单独培养的HepG2细胞加入细胞松弛素B,进行胞质分裂阻滞微核试验,制片后进行盲法阅片,每个浓度组计数2000个双核细胞的微核率。结果不需要代谢活化的致突变物甲磺酸乙酯,单培养组的微核率分别为16‰、15‰、16‰,共培养组微核率分别为14‰、16‰、15‰),二者的微核率无明显差异（P>0.05）。CP共培养组微核率（21‰、18‰、16‰）明显高于单独培养组（微核率12‰、13‰、12‰）,差异有统计学意义（P<0.05）。结论应用HepG2细胞与Caco2细胞的共培养模型和单独培养的HepG2细胞进行微核试验的比对性研究表明,对需要代谢活化的典型致突变物,共培养模型的敏感性较单培养的HepG2细胞高,且该模型通过模拟人体内的多细胞环境和人源性代谢酶系统,可以为今后的致突变系统研究的建立提供有益的工作基础。