体外构建实体瘤模型对深入研究癌症病理机制和研发抗癌药物具有重要意义,近年来,快速发展的微流控技术由于其体积小、样本消耗低、通量高、集成化程度高、传质传热迅速等特点为细胞捕获、定位培养、分选、刺激和分析等细胞生物学研究提供了新的平台。本文主要基于微流控技术,结合芯片表面抗吸附修饰法构建多细胞团,摸索细胞成团的最优条件,探究细胞团生长增殖的影响因素,并评估了细胞团作为药物筛选模型的适用性。首先,我们采用微加工工艺制作了一种具有双层结构的PDMS芯片,包含流体通道结构和细胞培养孔阵列。芯片上层用于流体流通,主要为“蛇形”多通道分流结构,可形成具有浓度梯度的液体进入细胞培养区域。芯片下层为细胞培养区域,主要为培养孔阵列,共12个微孔结构,用于细胞团的构建和培养。采用人肺癌细胞(A549),通过改变芯片表面的修饰条件,探究了细胞成团的影响因素,并确定最优的增强芯片表面抗细胞吸附的修饰条件。在优化的条件下,由于微孔的限制及其表面抗吸附的双重作用下,能够形成直径大约为130μm的三维细胞团,其结构稳定,活性良好,可用于药物筛选。为了满足药物测试样本量大、结果可靠的需求,我们设计能生成高通量、均一细胞团的微流控芯片。芯片具有双层结构,上层为流体的主通道,增设了挡板,用于降低流体流速和均匀流体流量。下层为细胞培养孔阵列,有80个微孔。采用之前最优的修饰条件,探索稳定形成高通量均匀的细胞团途径。在细胞聚集和增殖的过程中,通过测量细胞团的尺寸,探究了细胞初始浓度和培养时间对细胞成团情况和生长状态的影响。并且通过细胞团尺寸评价了细胞团模型整体的均匀性。结果表明:细胞的初始浓度为1.0×106 cells/m L,细胞的生长增殖状态良好,此时细胞团的当量直径为150μm左右。细胞团的尺寸随培养时间呈现先减小后增大的变化趋势。在优化的条件下,芯片内细胞团表现出良好的均匀性,细胞团之间的尺寸误差小于15μm。最后,在不同浓度的抗癌药物作用下,评价了药物对细胞团的损伤程度。结果表明:无药物作用时,细胞团的成活率大约为81%;而高浓度的药物处理后,细胞团的存活率仅为21%。初步验证该芯片能够生成高通量、均一的细胞团,可作为实体肿瘤模型用于药物筛选。