食源性致病菌性质多样,可通过各种媒介进入食物,引发食源性疾病,已成为威胁人们健康的重要公共卫生问题。了解食源性致病菌的特性,对其进行快速有效的检测是预防和控制食源性疾病的关键。本文以大肠杆菌O157:H7和沙门氏菌为研究对象,从技术层面研究了以对虾为食品基质的快速检测方法,同时从理论层面探讨了大肠杆菌O157:H7的耐冷胁迫机制。主要研究内容及结果如下:分别构建并优化大肠杆菌O157:H7和沙门氏菌的免疫磁珠分离体系。分别用大肠杆菌O157:H7单克隆抗体和沙门氏菌多克隆抗体包被磁珠,并确定抗体最适添加量,制备免疫磁珠;同时对免疫磁珠富集目标菌过程中的免疫磁珠添加量和反应时间进行优化。结果显示,大肠杆菌O157:H7和沙门氏菌两个免疫磁珠分离体系的抗体最适添加量均为50μg,免疫磁珠的最适添加量分别为80μL和100μL,最佳反应时间均为30 min。优化后的分离体系稳定性好,对于10~4 CFU/mL的目标菌液,大肠杆菌O157:H7免疫磁珠的捕获率为92.4%,沙门氏菌免疫磁珠对4株常见沙门氏菌的捕获率均在74%以上。用优化后的免疫磁珠分离体系结合实时荧光PCR建立检测对虾中大肠杆菌O157:H7和沙门氏菌的对应免疫磁珠分离-实时荧光PCR快速检测(IMS-Real time PCR)方法。经检验,所建方法具有较好的特异性和稳定性,直接检测,全程约3 h,对大肠杆菌O157:H7的检测限为5×10~1 CFU/25 g,对4株沙门氏菌的检测限稍有不同,但维持在10~3 CFU/25 g的水平。若对检测大肠杆菌O157:H7的样品增菌3 h,检测沙门氏菌的样品增菌5 h,可使对应检测限达到10~0 CFU/25 g。与国标法对比检测,验证了所建方法的快速、准确。通过RNA-seq对比冷胁迫组大肠杆菌O157:H7和正常组大肠杆菌O157:H7的转录组信息,揭示其耐冷胁迫机制。通过测序,检测到冷胁迫下显著差异表达基因1,254个,分析后筛选出425个重要相关基因,主要涉及碳水化合物代谢、氨基酸代谢、能量代谢,脂质代谢和其他次级代谢产物的生物合成等。在这些差异基因中,rpoS基因显著上调,其可能是整个大肠杆菌O157:H7抗冷胁迫调控的关键开关。冷激蛋白基因主要是在冷胁迫初期的驯化阶段高表达,并不是菌体在低温下较长期生存的关键因素。冷胁迫组中膜相关基因lpxP、yohJ、nlpD、bolA和涉及支链氨基酸、不饱和脂肪酸合成的基因livH、ilvE、livM、livG、tesB和fadB均呈现上调表达,说明大肠杆菌O157:H7在冷胁迫下会通过提高不饱和脂肪酸比例,增加甲基分支、顺式脂肪酸比例等调节来维持细胞膜的流动性。同时betA和bet B、ots A和otsB等基因的表达上调,表明大肠杆菌O157:H7会积累甜菜碱,合成海藻糖,来维持渗透平衡,促进生长代谢,为细胞提供低温保护。综上,建立的对虾中大肠杆菌O157:H7和沙门氏菌的IMS-Real time PCR检测法,快速准确、灵敏度高、稳定性好,为水产品中致病菌的监控提供了技术手段;对冷胁迫下大肠杆菌O157:H7的转录信息进行分析,系统性揭示了其耐冷胁迫机制,这有助于对食品在加工、运输及储藏过程中的微生物安全进行有效的风险评估并根据其分子机制设立更有效的控制技术。