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[摘要]创伤或肿瘤导致的软组织缺损是整形科的常见问题，现有的组织瓣移植、人工材料充填或脂肪移植等方法均有一定局限性。脂肪干细胞（adipose-derived stem eells，ASCs）是来自脂肪组织的具有多向分化潜能的干细胞，基于ASCs的干细胞治疗，或利用其成脂分化能力构建组织工程脂肪，为软组织缺损的修复重建提供了新的思路，在整形美容和再生医学中展示了良好的前景。体外利用药物和化学试剂诱导ASCs成脂分化的方法已经非常成熟。支架材料通过模拟干细胞的体内微环境，可促进ASCs的黏附、增殖和成脂分化，其中脱细胞脂肪组织支架是目前脂肪组织工程支架材料的研究热点。研究显示ASCs的供体种属、性别、年龄、脂肪获取部位和方法等供体因素，细胞亚群、ASCs代数、培养液、冻存等实验因素，表皮细胞生长因子、成纤维细胞生长因子、血管内皮细胞生长因子、胰岛素样生长因子、骨形成蛋白、尼尔样1型分子等生长因子，胰岛素、糖皮质激素、雌激素、生长激素、瘦素、催产素和卡贝缩宫素等激素，异丁基甲基黄嘌呤、紫杉醇、胰高血糖素样肽等化学药物，放射线和激光等物理因素，以及To11样受体、富血小板血浆和富血小板纤维蛋白、人腺病毒36亚型、核心结合因子α1等其他因素均可影响ASCs的成脂分化。因此综合利用各种上述因素，促进ASCs的增殖和定向分化，在整形美容和再生医学等领域具有重要的意义和应用前景。本文总结了诱导和验证ASCs成脂分化的方法，讨论了主要影响因素及其机制，介绍了解放军总医院整形修复科和美国MD安德森肿瘤中心整形科组织再生和分子细胞工程实验室（Tis sue Regeneration andMolecular Cell Engineering Lab，TRAMCEL）的相关经验，展望了未来研究方向。
[关键词]脂肪干细胞；分化；成脂分化；影响因素；机制
[中图分类号]R622 [文献标志码]A [文章编号]1008-6455（2016）04-0086-08
创伤和肿瘤导致的软组织缺损是整形修复科的常见问题，严重影响患者的外形和功能。以乳腺癌术后的乳房缺损为例，在解放军总医院整形修复科约占患者量的7%，而在美国MD安德森肿瘤中心（MD Anderson Cancer Center，MDACC）整形科占患者量高达55%。常规的治疗方法是组织瓣移植、人工材料充填或脂肪移植等，但均有一定局限性。腹部肌皮瓣游离移植是重建乳房的重要手段，尽管移植后坏死等并发症的发生率越来越低，但是不可避免供区损伤。随着材料工业的发展，硅胶假体植入逐渐成为了隆胸和乳房重建的重要手段，其动态外形和手感越来越接近真实组织，但是仍存在异物反应和纤维囊包膜挛缩的风险。更重要的是，截止至2015年11月，MDACC整形科共发现了87例由于乳房假体植入导致的问变性大细胞淋巴瘤，其中位存活期为13年，5年存活率89%。尽管其发病率非常低，约百万分之一至三，且通过外科切除可有效治疗，但仍然为乳房假体植入的患者增添了一丝隐患。应用自体脂肪移植充填软组织凹陷是整形美容外科的常用方法，但是用于重建乳房等较大缺损时易因缺血而吸收，吸收率高且无法预测，常需要二次手术。
组织工程和再生医学为修复或替换受损组织提供了新的途径，而种子细胞是其中的关键。脂肪干细胞（adipose derived stem cell，ASCs）的来源充足、获取简便、产量高、增殖快，具有多向分化潜能，可旁分泌各种细胞因子，促进血管形成，发挥免疫调节作用，并能招募其他细胞参与重建，因此一直是种子细胞的热门人选。Zuk等最早验证了ASCs具有向脂肪细胞、成骨细胞、软骨细胞和肌细胞分化的多向分化潜能。除了上述细胞外，研究证实ASCs在特定的诱导条件下可向平滑肌细胞、骨骼肌细胞、心肌细胞、肌腱细胞、神经细胞、胰岛细胞、表皮细胞、内皮细胞、内耳毛细胞、角膜细胞、造血细胞和肝细胞样细胞等内、中、外三胚层的多种细胞分化（图1）。基于ASCs的干细胞疗法，或利用ASCs的成脂分化能力构建组织工程脂肪，逐渐成为再生医学的研究热点，但是目前缺乏对于ASCs成脂分化的系统综述。本文总结了诱导和验证ASCs成脂分化的方法，讨论了主要影响因素及其机制，介绍了解放军总医院整形修复科和MDACC整形科组织再生和分子细胞工程实验室的相关经验，并展望了未来研究方向。
1数据来源
于2016年2月20日在PubMed中以“（（（adipose stem cell[Title]）OR adipose derived stem cell[Title]）OR adipose-derived mesenchymal stem cell[Title]）AND differentiation[Title]”作为检索式检索，共有文献35篇，其中近5年文献30篇。在SinoMed中以“（”脂肪干细胞“[中文标题：智能]）AND“分化”[中文标题：智能]”作为检索式检索，共有文献176篇，其中综述13篇，近5年文献104篇。通过标题及摘要选取与ASCs的成脂分化相关的文献，并阅读其参考文献的标题和摘要，从中再次选取与ASCs成脂分化的诱导和鉴定方法、影响因素等相关的文献，剔除重复文献，最终纳入代表性文献共50篇。于2016年4月8日在www.clinicaltrial.gov上以“adipose stem cell”搜索，结果显示有194项临床试验，用“adipose-derived stemcells”搜索有126项临床试验，阅读试验标题与拟治疾病，选取与ASCs成脂分化相关的临床试验12项。
2诱导ASCs分化成脂的方法
2.1化学诱导法
Zuk等最早使用含有10%的胎牛血清、1μmol/l地塞米松、0.5mmol/l异丁基甲基黄嘌呤（IMBX）、10μmol/1胰岛素、200μmol/1吲哚美辛的分化诱导液诱导ASCs成脂分化。地塞米松通过解离与胞质内的糖皮质激素受体结合的热休克蛋白90，增加糖皮质激素受体数目，激活其进入细胞核内，调控CCAAT/增强子结合蛋白（CCAAT/enhancer binding proteins，C/EBPs），促进成脂分化。地塞米松还可激活甲状旁腺激素信号通路，放大细胞对骨形态蛋白（bone morphogenetic proteins，BMPs）的反应，上调成脂分化的关键转录因子过氧化物酶体增殖物激活受体γ（peroxisome proliferator-activated receptorγ，PPARγ）的表达，促进ASCs的成脂分化。地塞米松还能直接抑制Runx2等成骨分化的关键转录因子，使ASCs成脂分化。但是有研究显示地塞米松等糖皮质激素可能在分化早期抑制ASCs的增殖，其机制是与B catenin结合，减少β-catenin的核内蓄积，抑制细胞周期蛋白D3、细胞周期素依赖性激酶（cyclin-dependent kinases，CDKs）等，促进CDKs抑制因子P27和P21的表达，抑制DNA的复制。地塞米松还能激活MKP-1，使细胞外信号调控激酶去磷酸化，抑制ASCs的增殖。此外，地塞米松可抑制包括血管内皮细胞生长因子（vascular endothelial cell growth factor，VEGF）、白介素-6、尿激酶型纤溶酶原激活物受体、单核细胞化学趋化蛋白1、金属基质蛋白酶1等促血管形成蛋白的表达，从而抑制ASCs诱导的血管新生。因此决定地塞米松的浓度，以达到ASCs增殖和分化的平衡，并降低其对血管新生的抑制作用非常重要。IBMX是磷酸二酯酶的特异性抑制剂，可提高胞内环磷酸腺苷（cyclic adenosine monophosphate，cAMP）的水平，进而激活cAMP反应元件结合蛋白，调控C/EBPs的表达，促进ASCs成脂分化。胰岛素与受体结合后，通过丝裂原活化蛋白激酶信号通路降低核蛋白磷酸酶的活性，激活CREB的转录，进而增加PPAR丫和c/EBP α的表达，增强脂肪形成基因转录，促进低度分化的脂肪前体细胞成熟。此外，胰岛素还能通过激活磷酸肌醇3激酶信号通路，促进ASCs成脂分化。在成脂分化早期胰岛素主要通过胰岛素样生长因子-1受体发挥作用，随着分化的进行转而通过胰岛素受体发挥作用。 不同实验小组使用的成脂诱导液成分几乎相同，但浓度有一定差异。有学者分别在Zuk诱导液的基础上添加了问充质细胞生长添加物、L-谷氨酰胺、三碘甲状腺氨酸、生物素和泛酸盐等成分，发现也可诱导ASCs的成脂分化。不同浓度的成分可能影响诱导效率，但目前尚未达成一致。有学者认为高浓度的地塞米松、胰岛素和IBMX可以促进ASCs成脂分化，而另外一些学者认为降低地塞米松、胰岛素和吲哚美辛的浓度，并不影响ASCs的成脂分化。有研究显示大剂量的胰岛素并不影响细胞数量，而是增加了脂肪细胞的脂质含量。目前有多种商业化的成脂分化诱导液，避免了因每次配制诱导液的差异导致实验结果的变异。本实验室体外化学诱导ASCs成脂分化的步骤如下：将第2代的ASCs用PBS漂洗后，用胰蛋白酶+EDTA处理，将细胞悬液1000rpm离心5min后去上清，重悬后细胞计数，以5×103个细胞/cm2的密度种植于12孔板，24h后更换为成脂分化诱导液（StemPro Adipogenesis DifferentiationKit，Gibco，USA）继续培养，每3d换液，培养2～3周后油红0染色验证其分化结果。
2.2生物诱导法
2.2.1细胞共培养：在体内，ASCs的周围细胞和细胞外基质可通过释放各种生长因子等信号，调控ASCs分化。体外研究发现，将ASCs与成熟的脂肪细胞共培养，或利用脂肪组织的分泌物或条件培养基等，也可促进ASCs的成脂分化，其机制可能与其中含有的各种生长因子有关。
2.2.2支架诱导：支架是组织工程的三要素之一，常见的脂肪组织工程支架材料包括胶原、明胶、透明质酸及其衍生物、基底胶、纤维蛋白、壳聚糖、硫酸软骨素等天然细胞外基质，聚乳酸（PLA）、聚乙醇酸（PGA）、聚乳酸聚乙醇酸共聚物（PLGA）、甲基丙烯酸酯、聚乙烯乙二醇丙烯酸酯（PEDGA）等可降解人工高分子聚合物。每种材料都各有优劣，研究证实通过结合不同的材料或对材料表面进行修饰和改造，可以促进ASCs的黏附、增殖和分化。
近来的研究显示脱细胞脂肪组织可以促进ASCs成脂分化。Flynn等将人ASCs种植于有完整基底膜的脱细胞脂肪支架中，发现ASCs在没有外源激素和生长因子的情况下向脂肪细胞分化并表达脂蛋白脂肪酶（lipoprotein lipase，LPL）、PPAR和c/EBPs。他们认为脂肪组织工程的重点在于其支架的选择、复合物的构建和运载方式上，更倾向于应用水凝胶形式的复合物，以微创注射的方式实现软组织的充填和重建。他们将光交联的乙二醇甲基丙烯酸酯壳聚糖和硫酸软骨素组成运载工具，结合脱细胞支架构成水凝胶，ASCs种植后体外培养14d发现磷酸甘油脱氢酶活性和成脂相关基因表达显著增高，同时可见细胞内脂滴形成，证实上述复合物促进了ASCs的成脂分化。体内实验显示甲基丙烯酸酯乙二醇壳聚糖+ASCs复合物显著促进细胞浸润、血管生成和脂肪形成。本实验室重复了Flynn研究小组的实验，获得了相同的结果。我们还将脱细胞组织的研究拓展至肌肉、筋膜、气管等（图2），其结果显示脱细胞组织支架可以有效的诱导ASCs的定向分化，我们推测脱细胞组织支架可以提供适宜ASCs增殖和分化的三维结构，释放组织特异性的分化信号，最大程度的还原了体内细胞外基质等微环境，诱导ASCs向特定的细胞或组织分化。
3验证ASCs分化成脂的方法
3.1染色
验证ASCs分化成脂的最简单的方法是油红0染色。油红0是一种易溶于苯、乙醇和丙酮，不溶于水的脂溶性物质，可以将脂滴特异性的染成红色。本实验室的配置油20的方法如下：将250mg的油红粉末放入50ml的异丙醇中配成油红原液，取3份油红原液加入2份PBS，静置10min后使用。油20染色步骤如下：PBS漂洗3次，每次5min，蒸馏水漂洗2次，用4%的多聚甲醛4℃下固定10min。蒸馏水漂洗2次，每次5min，取lml的配好的0.5%油210室温下染色30min，用60%的异丙醇漂洗，去离子水彻底清洗3次，每次5min，显微镜下观察并拍照。实验中发现油红粉末溶解不完全时，可能存在一些肉眼无法发现的黑色杂质，染色后用PBS难以洗掉，因此油210一定要现用现配，配置时摇匀使粉末尽量溶解，使用前用0.2 μm的滤网过滤。
3.2相关基因和蛋白的表达
检测PPARγ、LPL、脂肪酸结合蛋白4、激活蛋白2、瘦素、葡萄糖转运蛋白4等成脂相关基因和蛋白的表达是验证ASCs成脂分化的有效手段。其中PPARγ2和脂肪酸结合蛋白4在未分化的ASCs中也有微弱的表达，PPARγ2在诱导1周后可见表达明显升高，而脂肪酸结合蛋白4在诱导2周后有强烈表达（图3）。
3.3其他验证方法
Pierre等将ASCs培养在多电极阵列上并诱导其成脂和成骨分化，12h后测量底物阻抗，发现成骨诱导的隔离电阻上升至1.7 ohm·cm2，而成脂诱导为0.63 ohm·cm2。诱导4d后，成脂诱导的细胞膜电容显著高于成骨诱导的ASCs。通过长时间的监测，发现成脂和成骨诱导的ASCs有着截然不同的介电性能。这一方法利用ASCs分化中的细胞底物的电阻抗传感差异，实时监测ASCs的分化，从学科交叉的角度为ASCs的分化验证提供了新的思路。
4影响ASCs分化成脂的因素及机制
4.1供体因素
4.1.1种属：除人类之外，鼠、兔、猪、马、羊等不同种动物的ASCs均可分化为脂肪细胞，但是其分化能力不尽相同，有研究显示小鼠ASCs的分化成脂能力高于人ASCs，迄今为止的大多数研究局限于上述2～3种动物的ASCs的生物学特性，缺乏横向的对比和总结。
4.1.2性别：Ogawa等认为由于雌激素的促进脂肪形成作用，雌性小鼠的ASCs的分化成脂能力优于雄性。 4.1_3年龄：有研究显示随着年龄增长，ASCs的成脂能力逐渐下降，但是zhu等认为年龄对ASCs的成脂能力无影响。
4.1.4脂肪获取部位：不同部位来源的ASCs的成脂分化能力可能有一定差别，但是哪个部位的ASCs的成脂分化能力更强尚无定论。Schipper等认为腹部皮下脂肪来源的ASCs分化成脂能力优于内脏脂肪或大腿脂肪来源的ASCs。但是Cawthorn等则认为内脏脂肪来源的ASCs的成脂能力强于皮下脂肪来源的ASCs。
4.1.5脂肪获取方法：吸脂术操作简单、创伤小，是目前获取脂肪的主要方法，有学者认为吸脂术获得的脂肪比外科切除法有更好的成脂分化能力，但是我们的研究发现脂肪获取方法并不影响ASCs的分化能力。吸脂术的肿胀麻醉液可能影响ASCs的生物学特性，有学者认为以利多卡因、罗哌卡因或布比卡因为主要成分的麻醉肿胀液对hASCs具有一定毒性，抑制hASCs增殖但不影响其成脂分化能力。因此大多数学者主张在获取脂肪后用无菌盐水或平衡液清洗，但是Gino等则认为无需清洗直接进行脂肪移植或分离ASCs，并不影响其效果。
4.2实验因素
4.2.1细胞亚群：有研究显示CD34-亚群比CD34+的ASCs成脂能力更强，可能因为CD34是维持干性的标记物，当CD34的表达变为阴性时，意味着ASCs的多向分化潜能降低，但是向某一特定类型细胞分化的能力增强。
4.2.2 ASCs的培养代数：10代以前的ASCs成脂成骨分化能力接近，而10代以后的ASCs趋于向成骨细胞分化，成脂能力逐渐降低。Guilak等诱导第4代的ASCs其向脂肪、骨、软骨和神经细胞方向分化，结果显示81%的ASCs可以分化为其中一种细胞，52%可分化为两种或两种以上的细胞，分化为脂肪、骨、软骨和神经样细胞的比率分别为52%、48%、43%和12%，证明第4代时ASCs的成脂和成骨能力接近。Rodriguez等的研究显示体外培养160代的ASCs仍然具有成脂分化的潜能，文献中一般使用3～5代的ASCs进行成脂分化诱导，过低代数的ASCs可能增加异种细胞污染的风险，而过高则可能降低了其成脂分化能力。
4.2.3培养液血清浓度：培养液血清浓度XCASCs的成脂分化的影响尚无定论，有学者认为培养液中高浓度的血清通过增加PPAR γ的表达从而促进ASCs的成脂分化，也有学者认为高浓度的血清中过高浓度的生长因子可能降低ASCs的分化能力，而无血清的培养液对ASCs的成脂分化没有影响。有研究显示含2%血清的MesenPRO RS培养液比普通培养液更适合用于成脂分化诱导。
4.2.4冻存：ASCs可以耐受长期的低温冻存，复苏后存活率高，对增殖和分化能力无明显影响。
4.3生长因子
4.3.1表皮细胞生长因子（epithelial growth factor，EGF）：EGF通过在mRNA水平增加C/EBPα、PPARγ，和PPARγ共激活因子1的编码以及其下游目标蛋白AP2和LPL的表达，促进ASCs的成脂分化。
4.3.2成纤维细胞生长因子（fibroblast growth factor，FGF）：FGF通过促进ASCs的增殖，提高其成脂分化能力。研究显示经FGF预处理的ASCs诱导成脂分化后1hPPARγ的表达增加，5d时达到高峰。有学者将ASCs与FGF10重组质粒转染的MSC共培养，发现促进了ASCs的成脂分化。重组人碱性成纤维细胞生长因子（rh-bFGF）对ASCs成脂分化的促进作用与其浓度呈正相关，40ng/ml的rh-bFGF为最佳浓度。FGF和EGF有协同作用。
4.3.3血管内皮细胞生长因子（vascular endothelial growth factor，VEGF）：VEGF作为内皮细胞的有丝分裂原和血管通透性的调节因子，通过与酪氨酸受体结合，刺激血管新生。有学者认为VEGF可以促进ASCs向脂肪细胞分化，但也有研究显示VEGF对ASCs的分化没有影响。
4.3.4胰岛素样生长因子1（insuli-like growth factor 1，IGF-1）：IGF-1促进成脂分化的机制与胰岛素相同，此处不再赘述。有研究显示IGF-1在大鼠肠系膜基质血管细胞中可以增加C/EBPα和FABP2 mRNA的表达。由于IGF-1与胰岛素通过同一通路促进向脂肪细胞方向的分化，因此在体外诱导中IGF-1可替代胰岛素的作用。
4.3.5骨形成蛋白（Bone morphogenic proteins，BMPs）：BMPs参与细胞增殖、分化和凋亡，在胚胎细胞的发育中期重要作用。BMPs共有20多种，其中BMP-4能够通过上调PPARγ，基因的表达诱导ASCs的成脂分化。
4.3.6尼尔样1型分子（Nel-like type 1 molecule，Nell-1）：Nell-1是与人颅缝早闭相关的外泌型蛋白，是一种新的生长因子，Nell-1可抑制ASCs的成脂分化，使其保持高效的成骨作用。
4.3.7转化生长因子（transforming growth factor，TGF）：有研究显示TGF对ASCs成脂分化的影响具有浓度依赖的双向作用，即低浓度时抑制成脂分化，高浓度时促进成脂分化。
4.3.8其他：有研究显示血小板源性生长因子、肝细胞生长因子、白介素17等也可以促进ASCs的成脂分化。
4.4激素
与生长因子一样，激素对于干细胞的调控也是一个复杂的立体网络，激素可直接与干细胞相应的激素受体结合，通过信号转导调控其分化，或间接改变干细胞的周围环境，通过细胞间作用或旁分泌作用调控其分化。
4.4.1胰岛素：胰岛素是成脂分化诱导液中的的主要成分之一，其促进ASCs的成脂分化的机制前文已经介绍，此处不再赘述。 4.4.2糖皮质激素：以地塞米松为主的糖皮质激素是ASCs成脂分化诱导液的主要成分之一，其促进ASCs成脂分化的机制前文已经介绍，此处不再赘述。值得注意的是，糖皮质激素激动剂也可促进ASCs成脂分化。
4.4.3雌激素：雌激素可以提高脂质储积量和脂肪细胞量，且具有剂量依赖性，即雌激素水平越高，ASCs的成脂分化能力越强。
4.4.4生长激素：生长激素具有促进多种细胞分化的作用，动物实验显示生长激素可以促进脂肪生成。生长激素通过提高C/EBP B、C/EBP 6和PPARγ的转录，促进脂肪分化。生长激素和胰岛素有共同的下游因子，因此在体外实验中生长激素可以发挥胰岛素样作用。但也有学者指出，生长激素在脂肪分化早期有抑制分化的作用。生长激素对脂肪分化的影响还有部位特异性，生长激素基因敲除小鼠内脏脂肪细胞分化减弱，而皮下脂肪则不受影响。
4.4.5瘦素：瘦素可以抑制ASCs的成脂分化，促进ASCs的增殖和成骨分化。
4.4.6催产素和卡贝缩宫素：有研究显示上述两种激素能够抑制BMSCs的成脂分化，但是对ASCs分化的影响尚不清楚。
4.5化学药物
4.5.1 IBm（：IBMX可促进ASCs的成脂分化，其机制前文已述，此处不再赘述。
4.5.2紫杉醇：Rachel等的研究显示紫杉醇减缓人ASCs的增殖，导致生长停滞，降低其多向分化潜能，并且通过TNF-α通路增加了细胞凋亡。通过对LPL的检测，发现紫杉醇降低了hASCs的成脂能力。此外，紫杉醇抑制ASCs向内皮细胞分化，破坏血管新生，可能是导致化疗患者中难愈性创面的原因。
4.5.3胰高血糖素样肽（Glucagon-like peptide 1，GLP-1）：GLP-1是新的糖尿病药物，可以降低血糖、保护胰岛β细胞、降低体重等。有研究显示高浓度的GLP-1（100nmol/L）抑制人ASCs的增殖和成脂分化，促进甘油释放和脂质分解，但对脂质合成无明显作用。
4.6物理因素
有研究显示低剂量的放射线和激光可刺激ASCs的成脂分化，其中p53蛋白扮演着至关重要的作用，但具体机制尚不明确。
4.7其他
4.7.1 Toll样受体（Toll-like receptors，TLRs）：TLRs在免疫系统中发挥主要作用，ASCs表达TLR1-6和TLR9，TLR激动剂之一粘多肽抑制ASCs的成脂分化。
4.7.2富血小板血浆（platelet-rich plasma，PRP）和富血小板纤维蛋白（platelet-rich fibrin，PRF）：PRP是全血离心后得到的富含血小板的自体血浆，PRF是全血离心后得到的富含血小板的纤维蛋白。PRP和PRF均可以促进ASCs的成脂分化，其机制可能是血小板释放出PDGF、VEGF、TGFβ和EGF等多种生长因子，同时其三维网状支架结构为ASCs提高适宜的微环境，促进ASCs的增殖和成脂分化。
4.7.3人腺病毒36亚型（human adenovirus -36，Ad-36）：Ad-36感染动物后引起肥胖，Pasarica等的研究表明Ad 36通过上调磷脂酰肌醇3激酶信号通路，促进ASCs的成脂分化及脂质沉积。
4.7.4核心结合因子α1（core binding factor α1，CBFAl）：CBFA1是骨形态发生的关键性因子，高表达的CBFAl可降低LPL和PPAR的表达，抑制ASCs的成脂分化。
5结论与展望
利用药物和化学试剂诱导ASCs成脂分化的方法已经非常成熟，结合ASCs和脱细胞支架构建组织工程组织是近来的研究热点，但是脱细胞组织支架诱导ASCs的定向分化机制尚未完全明确。验证ASCs分化的方法主要是油红O染色和相关基因和蛋白的检测，有学者利用不同分化底物的电阻抗实时监测ASCs的分化，从学科交叉的角度提供了新的思路。影响ASCs成脂分化的因素主要包括供体因素、实验因素、生长因子、激素、化学药物、物理因素及其他因素等。某些细胞因子和激素对于ASCs成脂分化的影响具有浓度和时间效应，即根据浓度和作用于成脂分化阶段的不同，可能发挥促进或抑制成脂分化的双向作用。综合利用上述影响因素，促进ASCs的增殖和定向分化，在整形美容和再生医学等领域具有重要的意义和应用前景。目前对于ASCs的成脂分化研究多局限于体外或动物实验阶段，临床试验较少且多处于起步阶段，体外和体内微环境、动物和人体内微环境的差异，使得无法将目前的研究结果直接推至人体内。体外培养的ASCs容易失去干性，表现为CD34从阳性变为阴性，因此如何保持ASCs的干性，控制其ASCs的定向分化。
此外，ASCs的分化与肿瘤的发生发展有很多重叠的信号通路，有研究显示乳腺癌患者乳房切除后的自体脂肪移植可能通过HGF/c-Met信号通路导致乳腺癌复发，此发现引起了较大争论。Maclsaac等将ASCs注射入小鼠皮下，1年的时间内未发现任何干细胞致瘤现象。Krumboeck等认为ASCS不会激活静止的肿瘤细胞，但可能导致术后残留的肿瘤细胞增殖。目前已经有超过3000名患者利用脂肪移植重建乳房，但是由于缺少大规模的随机对照试验和长期随访，尚无足够证据证明ASCs的绝对安全性。Claro等和Zimmerlan等提倡应推迟富含ASCs的脂肪移植用于乳房重建，Gutowski等提出通过筛选BRACA1/2基因突变来排除脂肪移植的高危患者。不可否认的是，ASCs旁分泌VEGF等生长因子，促进血管形成，在肿瘤的发生和发展中同样可以发现VEGF信号通路的作用，因此ASCs移植后的致瘤风险是亟需解决的问题。
编辑/张惠娟
[关键词]脂肪干细胞；分化；成脂分化；影响因素；机制
[中图分类号]R622 [文献标志码]A [文章编号]1008-6455（2016）04-0086-08
创伤和肿瘤导致的软组织缺损是整形修复科的常见问题，严重影响患者的外形和功能。以乳腺癌术后的乳房缺损为例，在解放军总医院整形修复科约占患者量的7%，而在美国MD安德森肿瘤中心（MD Anderson Cancer Center，MDACC）整形科占患者量高达55%。常规的治疗方法是组织瓣移植、人工材料充填或脂肪移植等，但均有一定局限性。腹部肌皮瓣游离移植是重建乳房的重要手段，尽管移植后坏死等并发症的发生率越来越低，但是不可避免供区损伤。随着材料工业的发展，硅胶假体植入逐渐成为了隆胸和乳房重建的重要手段，其动态外形和手感越来越接近真实组织，但是仍存在异物反应和纤维囊包膜挛缩的风险。更重要的是，截止至2015年11月，MDACC整形科共发现了87例由于乳房假体植入导致的问变性大细胞淋巴瘤，其中位存活期为13年，5年存活率89%。尽管其发病率非常低，约百万分之一至三，且通过外科切除可有效治疗，但仍然为乳房假体植入的患者增添了一丝隐患。应用自体脂肪移植充填软组织凹陷是整形美容外科的常用方法，但是用于重建乳房等较大缺损时易因缺血而吸收，吸收率高且无法预测，常需要二次手术。
组织工程和再生医学为修复或替换受损组织提供了新的途径，而种子细胞是其中的关键。脂肪干细胞（adipose derived stem cell，ASCs）的来源充足、获取简便、产量高、增殖快，具有多向分化潜能，可旁分泌各种细胞因子，促进血管形成，发挥免疫调节作用，并能招募其他细胞参与重建，因此一直是种子细胞的热门人选。Zuk等最早验证了ASCs具有向脂肪细胞、成骨细胞、软骨细胞和肌细胞分化的多向分化潜能。除了上述细胞外，研究证实ASCs在特定的诱导条件下可向平滑肌细胞、骨骼肌细胞、心肌细胞、肌腱细胞、神经细胞、胰岛细胞、表皮细胞、内皮细胞、内耳毛细胞、角膜细胞、造血细胞和肝细胞样细胞等内、中、外三胚层的多种细胞分化（图1）。基于ASCs的干细胞疗法，或利用ASCs的成脂分化能力构建组织工程脂肪，逐渐成为再生医学的研究热点，但是目前缺乏对于ASCs成脂分化的系统综述。本文总结了诱导和验证ASCs成脂分化的方法，讨论了主要影响因素及其机制，介绍了解放军总医院整形修复科和MDACC整形科组织再生和分子细胞工程实验室的相关经验，并展望了未来研究方向。
1数据来源
于2016年2月20日在PubMed中以“（（（adipose stem cell[Title]）OR adipose derived stem cell[Title]）OR adipose-derived mesenchymal stem cell[Title]）AND differentiation[Title]”作为检索式检索，共有文献35篇，其中近5年文献30篇。在SinoMed中以“（”脂肪干细胞“[中文标题：智能]）AND“分化”[中文标题：智能]”作为检索式检索，共有文献176篇，其中综述13篇，近5年文献104篇。通过标题及摘要选取与ASCs的成脂分化相关的文献，并阅读其参考文献的标题和摘要，从中再次选取与ASCs成脂分化的诱导和鉴定方法、影响因素等相关的文献，剔除重复文献，最终纳入代表性文献共50篇。于2016年4月8日在www.clinicaltrial.gov上以“adipose stem cell”搜索，结果显示有194项临床试验，用“adipose-derived stemcells”搜索有126项临床试验，阅读试验标题与拟治疾病，选取与ASCs成脂分化相关的临床试验12项。
2诱导ASCs分化成脂的方法
2.1化学诱导法
Zuk等最早使用含有10%的胎牛血清、1μmol/l地塞米松、0.5mmol/l异丁基甲基黄嘌呤（IMBX）、10μmol/1胰岛素、200μmol/1吲哚美辛的分化诱导液诱导ASCs成脂分化。地塞米松通过解离与胞质内的糖皮质激素受体结合的热休克蛋白90，增加糖皮质激素受体数目，激活其进入细胞核内，调控CCAAT/增强子结合蛋白（CCAAT/enhancer binding proteins，C/EBPs），促进成脂分化。地塞米松还可激活甲状旁腺激素信号通路，放大细胞对骨形态蛋白（bone morphogenetic proteins，BMPs）的反应，上调成脂分化的关键转录因子过氧化物酶体增殖物激活受体γ（peroxisome proliferator-activated receptorγ，PPARγ）的表达，促进ASCs的成脂分化。地塞米松还能直接抑制Runx2等成骨分化的关键转录因子，使ASCs成脂分化。但是有研究显示地塞米松等糖皮质激素可能在分化早期抑制ASCs的增殖，其机制是与B catenin结合，减少β-catenin的核内蓄积，抑制细胞周期蛋白D3、细胞周期素依赖性激酶（cyclin-dependent kinases，CDKs）等，促进CDKs抑制因子P27和P21的表达，抑制DNA的复制。地塞米松还能激活MKP-1，使细胞外信号调控激酶去磷酸化，抑制ASCs的增殖。此外，地塞米松可抑制包括血管内皮细胞生长因子（vascular endothelial cell growth factor，VEGF）、白介素-6、尿激酶型纤溶酶原激活物受体、单核细胞化学趋化蛋白1、金属基质蛋白酶1等促血管形成蛋白的表达，从而抑制ASCs诱导的血管新生。因此决定地塞米松的浓度，以达到ASCs增殖和分化的平衡，并降低其对血管新生的抑制作用非常重要。IBMX是磷酸二酯酶的特异性抑制剂，可提高胞内环磷酸腺苷（cyclic adenosine monophosphate，cAMP）的水平，进而激活cAMP反应元件结合蛋白，调控C/EBPs的表达，促进ASCs成脂分化。胰岛素与受体结合后，通过丝裂原活化蛋白激酶信号通路降低核蛋白磷酸酶的活性，激活CREB的转录，进而增加PPAR丫和c/EBP α的表达，增强脂肪形成基因转录，促进低度分化的脂肪前体细胞成熟。此外，胰岛素还能通过激活磷酸肌醇3激酶信号通路，促进ASCs成脂分化。在成脂分化早期胰岛素主要通过胰岛素样生长因子-1受体发挥作用，随着分化的进行转而通过胰岛素受体发挥作用。 不同实验小组使用的成脂诱导液成分几乎相同，但浓度有一定差异。有学者分别在Zuk诱导液的基础上添加了问充质细胞生长添加物、L-谷氨酰胺、三碘甲状腺氨酸、生物素和泛酸盐等成分，发现也可诱导ASCs的成脂分化。不同浓度的成分可能影响诱导效率，但目前尚未达成一致。有学者认为高浓度的地塞米松、胰岛素和IBMX可以促进ASCs成脂分化，而另外一些学者认为降低地塞米松、胰岛素和吲哚美辛的浓度，并不影响ASCs的成脂分化。有研究显示大剂量的胰岛素并不影响细胞数量，而是增加了脂肪细胞的脂质含量。目前有多种商业化的成脂分化诱导液，避免了因每次配制诱导液的差异导致实验结果的变异。本实验室体外化学诱导ASCs成脂分化的步骤如下：将第2代的ASCs用PBS漂洗后，用胰蛋白酶+EDTA处理，将细胞悬液1000rpm离心5min后去上清，重悬后细胞计数，以5×103个细胞/cm2的密度种植于12孔板，24h后更换为成脂分化诱导液（StemPro Adipogenesis DifferentiationKit，Gibco，USA）继续培养，每3d换液，培养2～3周后油红0染色验证其分化结果。
2.2生物诱导法
2.2.1细胞共培养：在体内，ASCs的周围细胞和细胞外基质可通过释放各种生长因子等信号，调控ASCs分化。体外研究发现，将ASCs与成熟的脂肪细胞共培养，或利用脂肪组织的分泌物或条件培养基等，也可促进ASCs的成脂分化，其机制可能与其中含有的各种生长因子有关。
2.2.2支架诱导：支架是组织工程的三要素之一，常见的脂肪组织工程支架材料包括胶原、明胶、透明质酸及其衍生物、基底胶、纤维蛋白、壳聚糖、硫酸软骨素等天然细胞外基质，聚乳酸（PLA）、聚乙醇酸（PGA）、聚乳酸聚乙醇酸共聚物（PLGA）、甲基丙烯酸酯、聚乙烯乙二醇丙烯酸酯（PEDGA）等可降解人工高分子聚合物。每种材料都各有优劣，研究证实通过结合不同的材料或对材料表面进行修饰和改造，可以促进ASCs的黏附、增殖和分化。
近来的研究显示脱细胞脂肪组织可以促进ASCs成脂分化。Flynn等将人ASCs种植于有完整基底膜的脱细胞脂肪支架中，发现ASCs在没有外源激素和生长因子的情况下向脂肪细胞分化并表达脂蛋白脂肪酶（lipoprotein lipase，LPL）、PPAR和c/EBPs。他们认为脂肪组织工程的重点在于其支架的选择、复合物的构建和运载方式上，更倾向于应用水凝胶形式的复合物，以微创注射的方式实现软组织的充填和重建。他们将光交联的乙二醇甲基丙烯酸酯壳聚糖和硫酸软骨素组成运载工具，结合脱细胞支架构成水凝胶，ASCs种植后体外培养14d发现磷酸甘油脱氢酶活性和成脂相关基因表达显著增高，同时可见细胞内脂滴形成，证实上述复合物促进了ASCs的成脂分化。体内实验显示甲基丙烯酸酯乙二醇壳聚糖+ASCs复合物显著促进细胞浸润、血管生成和脂肪形成。本实验室重复了Flynn研究小组的实验，获得了相同的结果。我们还将脱细胞组织的研究拓展至肌肉、筋膜、气管等（图2），其结果显示脱细胞组织支架可以有效的诱导ASCs的定向分化，我们推测脱细胞组织支架可以提供适宜ASCs增殖和分化的三维结构，释放组织特异性的分化信号，最大程度的还原了体内细胞外基质等微环境，诱导ASCs向特定的细胞或组织分化。
3验证ASCs分化成脂的方法
3.1染色
验证ASCs分化成脂的最简单的方法是油红0染色。油红0是一种易溶于苯、乙醇和丙酮，不溶于水的脂溶性物质，可以将脂滴特异性的染成红色。本实验室的配置油20的方法如下：将250mg的油红粉末放入50ml的异丙醇中配成油红原液，取3份油红原液加入2份PBS，静置10min后使用。油20染色步骤如下：PBS漂洗3次，每次5min，蒸馏水漂洗2次，用4%的多聚甲醛4℃下固定10min。蒸馏水漂洗2次，每次5min，取lml的配好的0.5%油210室温下染色30min，用60%的异丙醇漂洗，去离子水彻底清洗3次，每次5min，显微镜下观察并拍照。实验中发现油红粉末溶解不完全时，可能存在一些肉眼无法发现的黑色杂质，染色后用PBS难以洗掉，因此油210一定要现用现配，配置时摇匀使粉末尽量溶解，使用前用0.2 μm的滤网过滤。
3.2相关基因和蛋白的表达
检测PPARγ、LPL、脂肪酸结合蛋白4、激活蛋白2、瘦素、葡萄糖转运蛋白4等成脂相关基因和蛋白的表达是验证ASCs成脂分化的有效手段。其中PPARγ2和脂肪酸结合蛋白4在未分化的ASCs中也有微弱的表达，PPARγ2在诱导1周后可见表达明显升高，而脂肪酸结合蛋白4在诱导2周后有强烈表达（图3）。
3.3其他验证方法
Pierre等将ASCs培养在多电极阵列上并诱导其成脂和成骨分化，12h后测量底物阻抗，发现成骨诱导的隔离电阻上升至1.7 ohm·cm2，而成脂诱导为0.63 ohm·cm2。诱导4d后，成脂诱导的细胞膜电容显著高于成骨诱导的ASCs。通过长时间的监测，发现成脂和成骨诱导的ASCs有着截然不同的介电性能。这一方法利用ASCs分化中的细胞底物的电阻抗传感差异，实时监测ASCs的分化，从学科交叉的角度为ASCs的分化验证提供了新的思路。
4影响ASCs分化成脂的因素及机制
4.1供体因素
4.1.1种属：除人类之外，鼠、兔、猪、马、羊等不同种动物的ASCs均可分化为脂肪细胞，但是其分化能力不尽相同，有研究显示小鼠ASCs的分化成脂能力高于人ASCs，迄今为止的大多数研究局限于上述2～3种动物的ASCs的生物学特性，缺乏横向的对比和总结。
4.1.2性别：Ogawa等认为由于雌激素的促进脂肪形成作用，雌性小鼠的ASCs的分化成脂能力优于雄性。 4.1_3年龄：有研究显示随着年龄增长，ASCs的成脂能力逐渐下降，但是zhu等认为年龄对ASCs的成脂能力无影响。
4.1.4脂肪获取部位：不同部位来源的ASCs的成脂分化能力可能有一定差别，但是哪个部位的ASCs的成脂分化能力更强尚无定论。Schipper等认为腹部皮下脂肪来源的ASCs分化成脂能力优于内脏脂肪或大腿脂肪来源的ASCs。但是Cawthorn等则认为内脏脂肪来源的ASCs的成脂能力强于皮下脂肪来源的ASCs。
4.1.5脂肪获取方法：吸脂术操作简单、创伤小，是目前获取脂肪的主要方法，有学者认为吸脂术获得的脂肪比外科切除法有更好的成脂分化能力，但是我们的研究发现脂肪获取方法并不影响ASCs的分化能力。吸脂术的肿胀麻醉液可能影响ASCs的生物学特性，有学者认为以利多卡因、罗哌卡因或布比卡因为主要成分的麻醉肿胀液对hASCs具有一定毒性，抑制hASCs增殖但不影响其成脂分化能力。因此大多数学者主张在获取脂肪后用无菌盐水或平衡液清洗，但是Gino等则认为无需清洗直接进行脂肪移植或分离ASCs，并不影响其效果。
4.2实验因素
4.2.1细胞亚群：有研究显示CD34-亚群比CD34+的ASCs成脂能力更强，可能因为CD34是维持干性的标记物，当CD34的表达变为阴性时，意味着ASCs的多向分化潜能降低，但是向某一特定类型细胞分化的能力增强。
4.2.2 ASCs的培养代数：10代以前的ASCs成脂成骨分化能力接近，而10代以后的ASCs趋于向成骨细胞分化，成脂能力逐渐降低。Guilak等诱导第4代的ASCs其向脂肪、骨、软骨和神经细胞方向分化，结果显示81%的ASCs可以分化为其中一种细胞，52%可分化为两种或两种以上的细胞，分化为脂肪、骨、软骨和神经样细胞的比率分别为52%、48%、43%和12%，证明第4代时ASCs的成脂和成骨能力接近。Rodriguez等的研究显示体外培养160代的ASCs仍然具有成脂分化的潜能，文献中一般使用3～5代的ASCs进行成脂分化诱导，过低代数的ASCs可能增加异种细胞污染的风险，而过高则可能降低了其成脂分化能力。
4.2.3培养液血清浓度：培养液血清浓度XCASCs的成脂分化的影响尚无定论，有学者认为培养液中高浓度的血清通过增加PPAR γ的表达从而促进ASCs的成脂分化，也有学者认为高浓度的血清中过高浓度的生长因子可能降低ASCs的分化能力，而无血清的培养液对ASCs的成脂分化没有影响。有研究显示含2%血清的MesenPRO RS培养液比普通培养液更适合用于成脂分化诱导。
4.2.4冻存：ASCs可以耐受长期的低温冻存，复苏后存活率高，对增殖和分化能力无明显影响。
4.3生长因子
4.3.1表皮细胞生长因子（epithelial growth factor，EGF）：EGF通过在mRNA水平增加C/EBPα、PPARγ，和PPARγ共激活因子1的编码以及其下游目标蛋白AP2和LPL的表达，促进ASCs的成脂分化。
4.3.2成纤维细胞生长因子（fibroblast growth factor，FGF）：FGF通过促进ASCs的增殖，提高其成脂分化能力。研究显示经FGF预处理的ASCs诱导成脂分化后1hPPARγ的表达增加，5d时达到高峰。有学者将ASCs与FGF10重组质粒转染的MSC共培养，发现促进了ASCs的成脂分化。重组人碱性成纤维细胞生长因子（rh-bFGF）对ASCs成脂分化的促进作用与其浓度呈正相关，40ng/ml的rh-bFGF为最佳浓度。FGF和EGF有协同作用。
4.3.3血管内皮细胞生长因子（vascular endothelial growth factor，VEGF）：VEGF作为内皮细胞的有丝分裂原和血管通透性的调节因子，通过与酪氨酸受体结合，刺激血管新生。有学者认为VEGF可以促进ASCs向脂肪细胞分化，但也有研究显示VEGF对ASCs的分化没有影响。
4.3.4胰岛素样生长因子1（insuli-like growth factor 1，IGF-1）：IGF-1促进成脂分化的机制与胰岛素相同，此处不再赘述。有研究显示IGF-1在大鼠肠系膜基质血管细胞中可以增加C/EBPα和FABP2 mRNA的表达。由于IGF-1与胰岛素通过同一通路促进向脂肪细胞方向的分化，因此在体外诱导中IGF-1可替代胰岛素的作用。
4.3.5骨形成蛋白（Bone morphogenic proteins，BMPs）：BMPs参与细胞增殖、分化和凋亡，在胚胎细胞的发育中期重要作用。BMPs共有20多种，其中BMP-4能够通过上调PPARγ，基因的表达诱导ASCs的成脂分化。
4.3.6尼尔样1型分子（Nel-like type 1 molecule，Nell-1）：Nell-1是与人颅缝早闭相关的外泌型蛋白，是一种新的生长因子，Nell-1可抑制ASCs的成脂分化，使其保持高效的成骨作用。
4.3.7转化生长因子（transforming growth factor，TGF）：有研究显示TGF对ASCs成脂分化的影响具有浓度依赖的双向作用，即低浓度时抑制成脂分化，高浓度时促进成脂分化。
4.3.8其他：有研究显示血小板源性生长因子、肝细胞生长因子、白介素17等也可以促进ASCs的成脂分化。
4.4激素
与生长因子一样，激素对于干细胞的调控也是一个复杂的立体网络，激素可直接与干细胞相应的激素受体结合，通过信号转导调控其分化，或间接改变干细胞的周围环境，通过细胞间作用或旁分泌作用调控其分化。
4.4.1胰岛素：胰岛素是成脂分化诱导液中的的主要成分之一，其促进ASCs的成脂分化的机制前文已经介绍，此处不再赘述。 4.4.2糖皮质激素：以地塞米松为主的糖皮质激素是ASCs成脂分化诱导液的主要成分之一，其促进ASCs成脂分化的机制前文已经介绍，此处不再赘述。值得注意的是，糖皮质激素激动剂也可促进ASCs成脂分化。
4.4.3雌激素：雌激素可以提高脂质储积量和脂肪细胞量，且具有剂量依赖性，即雌激素水平越高，ASCs的成脂分化能力越强。
4.4.4生长激素：生长激素具有促进多种细胞分化的作用，动物实验显示生长激素可以促进脂肪生成。生长激素通过提高C/EBP B、C/EBP 6和PPARγ的转录，促进脂肪分化。生长激素和胰岛素有共同的下游因子，因此在体外实验中生长激素可以发挥胰岛素样作用。但也有学者指出，生长激素在脂肪分化早期有抑制分化的作用。生长激素对脂肪分化的影响还有部位特异性，生长激素基因敲除小鼠内脏脂肪细胞分化减弱，而皮下脂肪则不受影响。
4.4.5瘦素：瘦素可以抑制ASCs的成脂分化，促进ASCs的增殖和成骨分化。
4.4.6催产素和卡贝缩宫素：有研究显示上述两种激素能够抑制BMSCs的成脂分化，但是对ASCs分化的影响尚不清楚。
4.5化学药物
4.5.1 IBm（：IBMX可促进ASCs的成脂分化，其机制前文已述，此处不再赘述。
4.5.2紫杉醇：Rachel等的研究显示紫杉醇减缓人ASCs的增殖，导致生长停滞，降低其多向分化潜能，并且通过TNF-α通路增加了细胞凋亡。通过对LPL的检测，发现紫杉醇降低了hASCs的成脂能力。此外，紫杉醇抑制ASCs向内皮细胞分化，破坏血管新生，可能是导致化疗患者中难愈性创面的原因。
4.5.3胰高血糖素样肽（Glucagon-like peptide 1，GLP-1）：GLP-1是新的糖尿病药物，可以降低血糖、保护胰岛β细胞、降低体重等。有研究显示高浓度的GLP-1（100nmol/L）抑制人ASCs的增殖和成脂分化，促进甘油释放和脂质分解，但对脂质合成无明显作用。
4.6物理因素
有研究显示低剂量的放射线和激光可刺激ASCs的成脂分化，其中p53蛋白扮演着至关重要的作用，但具体机制尚不明确。
4.7其他
4.7.1 Toll样受体（Toll-like receptors，TLRs）：TLRs在免疫系统中发挥主要作用，ASCs表达TLR1-6和TLR9，TLR激动剂之一粘多肽抑制ASCs的成脂分化。
4.7.2富血小板血浆（platelet-rich plasma，PRP）和富血小板纤维蛋白（platelet-rich fibrin，PRF）：PRP是全血离心后得到的富含血小板的自体血浆，PRF是全血离心后得到的富含血小板的纤维蛋白。PRP和PRF均可以促进ASCs的成脂分化，其机制可能是血小板释放出PDGF、VEGF、TGFβ和EGF等多种生长因子，同时其三维网状支架结构为ASCs提高适宜的微环境，促进ASCs的增殖和成脂分化。
4.7.3人腺病毒36亚型（human adenovirus -36，Ad-36）：Ad-36感染动物后引起肥胖，Pasarica等的研究表明Ad 36通过上调磷脂酰肌醇3激酶信号通路，促进ASCs的成脂分化及脂质沉积。
4.7.4核心结合因子α1（core binding factor α1，CBFAl）：CBFA1是骨形态发生的关键性因子，高表达的CBFAl可降低LPL和PPAR的表达，抑制ASCs的成脂分化。
5结论与展望
利用药物和化学试剂诱导ASCs成脂分化的方法已经非常成熟，结合ASCs和脱细胞支架构建组织工程组织是近来的研究热点，但是脱细胞组织支架诱导ASCs的定向分化机制尚未完全明确。验证ASCs分化的方法主要是油红O染色和相关基因和蛋白的检测，有学者利用不同分化底物的电阻抗实时监测ASCs的分化，从学科交叉的角度提供了新的思路。影响ASCs成脂分化的因素主要包括供体因素、实验因素、生长因子、激素、化学药物、物理因素及其他因素等。某些细胞因子和激素对于ASCs成脂分化的影响具有浓度和时间效应，即根据浓度和作用于成脂分化阶段的不同，可能发挥促进或抑制成脂分化的双向作用。综合利用上述影响因素，促进ASCs的增殖和定向分化，在整形美容和再生医学等领域具有重要的意义和应用前景。目前对于ASCs的成脂分化研究多局限于体外或动物实验阶段，临床试验较少且多处于起步阶段，体外和体内微环境、动物和人体内微环境的差异，使得无法将目前的研究结果直接推至人体内。体外培养的ASCs容易失去干性，表现为CD34从阳性变为阴性，因此如何保持ASCs的干性，控制其ASCs的定向分化。
此外，ASCs的分化与肿瘤的发生发展有很多重叠的信号通路，有研究显示乳腺癌患者乳房切除后的自体脂肪移植可能通过HGF/c-Met信号通路导致乳腺癌复发，此发现引起了较大争论。Maclsaac等将ASCs注射入小鼠皮下，1年的时间内未发现任何干细胞致瘤现象。Krumboeck等认为ASCS不会激活静止的肿瘤细胞，但可能导致术后残留的肿瘤细胞增殖。目前已经有超过3000名患者利用脂肪移植重建乳房，但是由于缺少大规模的随机对照试验和长期随访，尚无足够证据证明ASCs的绝对安全性。Claro等和Zimmerlan等提倡应推迟富含ASCs的脂肪移植用于乳房重建，Gutowski等提出通过筛选BRACA1/2基因突变来排除脂肪移植的高危患者。不可否认的是，ASCs旁分泌VEGF等生长因子，促进血管形成，在肿瘤的发生和发展中同样可以发现VEGF信号通路的作用，因此ASCs移植后的致瘤风险是亟需解决的问题。
编辑/张惠娟