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目的肝肾综合征(HRS)的主要发病机制是肾小球滤过率(GFR)明显下降。已知肾小球系膜细胞(GMCs)收缩可引起肾小球滤过面积减少。HRS患者血中肿瘤坏死因α(TNFα)水平异常升高,TNFα是否参与了GMCs收缩引起的GFR下降尚不清楚。胞浆游离Ca2+浓度([Ca2+]i)升高与GMCs收缩密切相关。1,4,5-三磷酸肌醇受体(IP3Rs)是细胞内重要的Ca2+释放通道。因此GMCs中IP3Rs表达的多少与其对缩血管物质的敏感性有着密切联系。本研究用TNFα处理原代培养的人肾小球系膜细胞(HMCs),实时定量PCR和免疫印迹检测IP3R1mRNA和蛋白的表达；并应用信号转导抑制剂及瞬时转染活性失活的负显性突变体质粒检测对TNFα对IP3R1mRNA和(或)蛋白的影响,明确IP3R1的关键上游信号蛋白并探究肿瘤坏死因受体(TNFR)在此信号通路中的作用。初步明确TNFα促进IP3R1表达的信号通路,以期为肝肾综合征GFR下降的发生机制和防治思路提供理论依据。材料与方法1、材料人肾小球系膜细胞(HMC)和人肾小球系膜细胞培养液(MCM)购至美国sccience cell公司；TNFα,兔抗人TNFR1抗体、兔抗人TNFR2抗体,R&D公司；兔抗人I型IP3R抗体,Chemicon International公司；兔抗人PKCα抗体,p-PKCα(thr637)抗体,PKC总抗体购至Celll singnaling technology公司；兔抗人β-actin多克隆抗体,Santa Cruz公司；anti-HA抗体购至Sigma公司；辣根过氧化物酶标记山羊抗兔二抗,Santa Cruz; PP1、rottleri、U73122、D609和Safingol购至Calbiochen公司；PepTagRAssay for Non-Radioactive Detection of Protein Kinase C Kit, promega公司；Enhanced chemiluminescence (ECL)试剂盒,pierce公司；Trizol试剂,Invitrogen公司；引物合成,Takara公司；逆转录试剂盒ExScriptTM RT Reagent Kit、PCR试剂盒SYBR(?) premix EX TaqTM(TaKaRa)、Takara公司；人野生型PKCα(pHACE-WT-PKCα),活性失活的PKCα(pHACE-DN-PKCα)质粒及pCDNA3.0质粒由Dr. Jae-Won Soh, Inha University in Korea.惠赠(已经大连宝生物工程有限公司测序分析)。去内毒素质粒小提及中提试剂盒,天能公司；转染试剂盒：Liprofetamin-2000, invitrogen公司。2、方法(1)分组：1) TNFα不同时间点处理细胞分组1:TNFα处理0h、2h、4h、8h、24h组。2) TNFα不同时间点处理细胞分组2:TNFα处理0h、4h、8h、24h组。3)PMA预处理HMC细胞模型：①TNFα处理Oh组(T0h组)、②TNFα处理24h组(T24h组)、③PMA+TNFα处理组(PMA+T组)4)多种抑制剂预处理HMC细胞模型1①TNFα处理0h组(T0h组)、②TNFα处理8h组(T8h组)②safingol处理组(Sa组)、④PP1组(PP1组)、⑤rottlerin组(rot组)、⑥U73122组(U组)、⑦D609组(D组)⑧Sa+T组、⑨PP1+T组、⑩rot+T组、(?)U7+T组、(?)D+T组。5)多种抑制剂预处理HMC细胞模型2①TNFα处理0h组(T0h组)、②TNFα处理24h组(T24h组)、③Sa+T组、④PP1+T组、⑤rot+T组、⑥U7+T组、⑦D+T组6)阻断PLC, PKCα信号通路细胞模型：①TNFα处理0h组(T0h组)、②TNFα处理8h组(T8h组)、③safingol+TNFα(Sa+T组)、④U73122+TNFα组(U+T组)、⑤D609+TNFα组(D+T组)。7)瞬时转染细胞模型：①正常对照组(control组)②TNFα刺激8h组或24h(T8h或T24h)③pCDNA3. 0+TNFα④pHACE-WT-PKCα+TNFα⑤HACE-DN-PKCα+TNFα8) TNFR1抗体或TNFR2抗体预处理HMC细胞模型：①正常对照组(T0h组)②TNFα刺激8h组或24h组(T8h或T24h组)③TNFR1抗体+TNFα组(TR1+T组)④TNFR2抗体+TNFα组(TR2+T组)(2)应用Western blot、Real-time PCR方法检测TNFα对HMCs中IP3R1mRNA和蛋白表达的影响。(3)应用PMA预处理HMCs, Western blot检测对TNFα诱导IP3R1蛋白表达的影响。(4)应用多种信号转导抑制剂预处理HMCs, Western blot和Real-time PCR方法检测TNFα对HMCs中IP3R1mRNA和蛋白表达的影响。(5)应用Western blot,非放射性PKC测活方法检测TNFα对HMCs中PKCα的活化和(或)PKCα蛋白表达的影响。(6)瞬时转染野生型和活性失活PKCα质粒,Western blot和Real-time PCR方法检测TNFα对HMCs中IP3R1mRNA和蛋白表达的影响。(7)应用TNFR1抗体或TNFR2抗体预处理HMCs, Western blot检测对TNFα诱导IP3R1蛋白和p-PKCα蛋白表达的影响。结果1、实时定量PCR检测各组细胞IP3R1mRNA表达与TOh比较,TNFα处理组IP3R1mRNA的表达明显增加,2h到8h IP3R1mRNA稳定逐渐增加,于8h达高峰(P<0.001)。2、Western Blot检测各组细胞IP3R1蛋白表达与TOh比较,TNFα处理组IP3R1的表达明显增加,4h开始升高,至24h IP3R1蛋白升高达高峰,统计学有性显著差异(P<0.001)。3、PMA下调内源性蛋白激酶C (PKC)对TNFα诱导IP3R1蛋白表达的影响与T24h相比,PMA+T组,IP3R1蛋白表达明显下降(P<0.001)。PMA刺激HMCs24小时后,总PKC的表达与对照组相比明显下降。4、多种信号抑制剂对TNFα诱导IP3R1mRNA的影响与T8h组比较,Sa+T和D+T组IP3R1 mRNA的表达明显下降,有统计学差异(P<0.05),而U+T, PP1+T, rot+T组IP3R1 mRNA的表达无明显变化(P>0.05)。5、多种信号抑制剂对TNFα诱导IP3R1蛋白表达的影响与T24h组比较,Sa+T和D+T组,IP3R1蛋白的表达明显下降(P<0.001),有统计学意义,而U+T, PP1+T, rot+T组对TNFα上调IP3R1蛋白的表达无明显影响(P>0.05)。6、Western blot分析PKCα和p-PKCα蛋白表达PKCα蛋白表达：HMCs中PKCα蛋白呈高水平表达,但PKCα蛋白的表达在TNFα处理各组与对照组间无显著差异(P>0.05)。p-PKCα蛋白表达：与T0h比较,TNFα刺激8h组p-PKCα蛋白表达明显增加(P<0.01),有统计学差异。7、Western blot分析抑制剂对TNFα活化PKCα的影响与T8h比较,Sa+T和D+T组p-PKCα蛋白表达显著减少(P<0.01),且差异具有统计学意义。8、PKCα活性检测TNFα处理8h PKCα活性最强(P<0.01),统计学有显著性差异。而与T8h比较,Sa+T和D+T组PKCα活性明显减弱。9、实时定量PCR和Western blot检测瞬时转染野生型和活性失活PKCα质粒后IP3R1mRNA和蛋白的表达与T8h组比较,pHACE-WT-PKCα+TNFα组IP3R1mRNA的表达明显增加,统计学上有显著差异(P<0.01)；而pHACE-DN-PKCα+TNFα组IP3R1mRNA的表达明显降低(P<0.01)。与T24h组比较,pHACE-WT-PKCα+TNFα组IP3R1蛋白表达明显增加,统计学上有显著差异(P<0.001)；而pHACE-DN-PKCα+TNFα组IP3R1mRNA的表达明显降低,统计学上有显著差异(P<0.001)。10、应用TNFR1抗体或TNFR2抗体预处理对p-PKCα和IP3R1蛋白表达的影响与T8h组比较,TRl抗体+TNFα组p-PKCα蛋白表达明显下降,统计学分析有显著性差异(P<0.001)；而TR2抗体+TNFα组,p-PKCα蛋白表达无明显变化。与T24h组比较,TR1抗体+TNFα组和TR2抗体+TNFα组IP3R1蛋白表达均有不同程度的下降,并且统计学分析均有显著差异(P=0.002；P=0.02)。结论1、TNFα处理的HMCs中,IP3R1mRNA和蛋白的表达明显增加。2、TNFα处理的HMCs中,PKCα存在明显激活现象并与TNFα上调IP3R1蛋白表达密切相关。3、TNFα通过TFNR1/PC-PLC途径活化PKCα.4、TNFα通过TFNR1/PC-PLC/PKCα和TNFR2独立的两条信号通路上调IP3R1的表达的。