近些年，随着光学技术的不断进步，各种突破衍射极限的光学方法不断涌现，将光学显微镜的分辨率不断推进。基于单分子定位的荧光显微技术(Singlemolecule localization microscopy, SMLM)主要是结合了单分子检测技术、光激活荧光探针标记技术和单分子定位算法，将显微镜的分辨率提高到了2-25nm。超分辨成像技术的分辨率很大程度上依赖于荧光探针的性质，如光子数、标记密度等都会影响到成像效果以及定位精度。因此我们设计了一系列实验，用于验证不同的激光强度对荧光蛋白成像效果的影响，并确定每种荧光蛋白的最佳成像条件。在本研究中，我们选取了在光敏定位显微镜成像中应用最广泛的荧光蛋白，测试了不同功率密度的激光对荧光蛋白单分子性质的影响。我们发现，随着激光强度的增加，荧光蛋白的光子数都具有饱和性质;同时激发光对荧光蛋白的漂白也逐渐增强，导致收集到光子数趋于饱和甚至有所下降;背景噪声与激光强度的增加成正相关。定位精度主要是由荧光信号的光子数和背景噪声决定的，因此定位误差一般会随激光强度的升高先降低再升高。通过测试不同激光强度对定位误差的影响以及对荧光分子其它光学性质的影响，可以指导我们在PALM成像实验中选取合适的光强进行单分子成像，以达到最优的效果。　　多模态融合是目前超高分辨技术发展的重要方向。生命体的组成跨越了很大的空间尺度，不同尺度下的生命体之间有着密切的联系。目前没有哪种技术可以兼顾空间分辨率、时间分辨率以及功能成像。将各种技术之间的优势进行融合是必然趋势。超高分辨显微技术与冷冻电子显微技术的融合(csCLEM)在保持生物样本天然状态的同时，能够让人们在电镜的图谱上看到生物样本纳米尺度的精确定位是当下最流行的融合方向之一。寻找优秀荧光探针是csCLEM技术研究的重要方向，我们测试了低温条件下荧光蛋白和荧光染料的光学性质，我们发现低温下荧光探针的性质与常温相比有很大的差别。目前荧光蛋白以Dronpa性质较好，稳定性相比常温得到了很大的提高，且光子数和定位精度都变得更好。我们通过Dronpa标记TOM20蛋白分子，利用低温PALM实验获得了TOM20在线粒体膜上精确的定位分布。另外，EGFP在低温下也变成了具有光转换功能的蛋白，也是低温下超分辨成像不错的选择。但mEos3.2在低温下的光转换能力变弱。在常温下光学性质优秀的dSTORM染料在低温下受巯基反应的限制失去了光转换的能力，不再适合做超分辨成像实验。“Caged”染料由于受光控发生光转换，此性质在低温下不受影响。因此，“Caged”染料是一类很适合做低温超分辨成像实验的染料。我们还成功实现了通过HaloTag将“Caged”染料标记到Arf6介导的CIE内吞途径的hTAC分子上，这将有利于我们观察其在内吞早期囊泡以及在胞浆中的核内体的精细超分辨结构，进一步帮助我们理解CIE内吞途径分子机制。　　TASK3通道是一类酸敏感的双孔钾离子(K2P)通道，在正常的组织中呈现出低表达，但在肺癌、乳腺癌、结肠癌等恶性肿瘤中呈现高表达。但TASK3是一种“开放整流”的通道，介导漏电流，不受电压调控。因此，缺乏调控手段是多年来人们研究TASK3通道开放机制的一个阻碍。此外，“一个电压门控离子通道的开关需要有几个VSD参与运动”是多年来科学家一直争论不休的问题。在本研究中，我们发展了电压感受单元移植策略(Graft VSD To Dimeric TASK3channels，GVTDT)，尝试通过向TASK3通道移植电压感受单元实现对TASK3通道的调控，并通过单分子检测技术和膜片钳技术验证了该策略的可行性。同时，我们证明了一个电压感受单元即可有效地调控电压敏感型钾离子通道的开放和关闭。