第一章主要对毛细管电泳、微流控芯片和扫描电化学显微镜的单细胞分析及单细胞高通量分析作了简要的综述。在毛细管电泳单细胞分析中，涉及到单细胞进样，细胞溶膜，细胞内组分的衍生(包括柱前衍生，柱上衍生，柱后衍生)和检测技术(包括电化学法和激光诱导荧光法)。此外对细胞内衍生技术及细胞电穿孔技术在毛细管电泳单细胞分析中的应用也作了叙述。在微流控芯片单细胞分析中，着重介绍了单细胞组分分析及单细胞内生化反应的实时检测。本章也对扫描电化学显微术在单细胞分析中的应用及高通量单细胞分析也作了概述。本章共引用文献142篇。 第二章中我们提出了一种文献中未见报道的高通量电化学测定单个细胞中酶的新策略。首先利用毛地黄皂苷能溶解细胞膜上胆固醇的性质，使细胞膜上形成微孔，只有小分子物质(如酶的底物和产物)可以通过这些微孔进出细胞，而大分子物质(如酶)不能穿过细胞膜。在毛细管中加入缓冲液和酶反应的底物氢醌(H<,2>Q)和过氧化氢(H<,2>O<,2>)。用压力将细胞逐个连续压入毛细管，H<,2>Q和H<,2>O<,2>通过细胞微孔扩散进入细胞与酶发生催化反应。生成的苯醌(BQ)又扩散出细胞。细胞随着压力流向检测端移动，与此同时，在细胞周围形成产物BQ的区带，当区带到达毛细管出口时，用碳纤维电极检测。我们用这种方法成功地测定了人中性粒细胞中过氧化物酶。在32 min内可连续测定39个细胞。通过分析得到方法的相对标准偏差RSD为8.7％。其中细胞不同造成的RSD约为6％。该论文发表在Anal.Chem.78(2006)，3213-3220。 在第三章，我们建立了一种纳升微池中催化反应电化学检测单细胞中酶活性的方法。在这个方法中将单细胞用推片的方法导入到用简单的化学方法刻蚀的纳升微池阵列中。再将此细胞用冷冻/解冻方法溶膜。在含有单细胞溶解液的微池中加入酶反应的底物。在反应10 min后插入用微米金圆盘工作电极和Ag/AgCl参比电极构建成的双电极。用伏安法测定单细胞中的酶。整个实验在自制的恒湿箱中进行。此外，文中还讨论了溶液蒸发、电极尺寸、溶液体积、电极污染、单细胞微池加样、溶液中溶解氧的影响等因素。用这种方法成功的测定了人单个中性粒细胞和急性早幼粒白血病细胞中的过氧化物酶活性。该论文发表在Anal． Chem.78(2006)，23l-238。 在第四章中我们研究了扫描电化学显微术(SECM)定量测定单个细胞中酶的方法。虽然单个细胞的SECM已有很多工作，但是至今还没有用SECM进行细胞中组分定量测定的报道，这是因为SECM是一种表面测试技术。为了实现用SECM进行定量测定单个细胞中酶，我们提出了一种新的思路。首先让细胞在硅烷化玻片上贴壁，然后用毛地黄皂苷在细胞膜上形成微孔，加入含酶底物的溶液。此时酶的底物和酶催化反应的产物可以通过这些微孔进出细胞，而酶仍留在细胞内。酶底物通过细胞微孔扩散进入细胞内与酶发生催化反应。产物从细胞内扩散至细胞外。用SECM的微电极探头在细胞上方扫描，得到SECM扫描曲线，曲线的峰高反映了细胞内酶的活性。再用超微注射向细胞中注入已知浓度的酶标准溶液。再用同一探头在细胞上方扫描，得到注入酶标准溶液后的SECM曲线扫描。此曲线的峰高反映了细胞内酶及加入标准酶后的总活性。用这种细胞内的标准加入法可以定量测定单个细胞中的酶。用这种方法我们定量测定了人中性粒细胞中过氧化物酶。这个方法的优点是测定的是：(1)细胞环境内酶的活性；(2)无电极污染；(3)不需要除去溶液中的氧；(4)消除了细胞间膜的差异对定量的影响。 第五章中我们研究了一种构建用于扫描电化学显微术(SECM)探测单个细胞双信息的纳/微米，微/=微米双圆盘电极探头的方法。首先通过化学刻蚀将半径10 um的金属丝刻蚀至纳米尺寸。再用电化学方法在电极表面覆盖一层绝缘层。然后，一个顶端有纳米尺寸的金属丝(第一个电极)和一个顶端有微米尺寸的金属丝(第二个电极)插入硼硅玻璃θ管的两边。两根电极放入θ管后，用α-氰基丙烯酸乙脂胶(502胶)密封。微米电极略微探出θ管，纳/微米电极置于θ管内。最后，θ管分别在细砂纸、三氧化二铝粉打磨，直到两个电极的纳/微米及微米顶端露出。因为第二个电极探出θ管，在打磨过程中微米电极自然就形成了。由于电极被双层绝缘(电化学聚合绝缘和502胶绝缘)，所以用这种方法制作的双电极的成功率是很高的。 第六章中我们研究了一种无需细胞溶膜的高通量检测单细胞中组分的方法。在以前所报道的基于微通道(包括毛细管电泳和微流控芯片)中定量测定细胞内组分的方法都是将细胞在微通道中溶膜后再进行测定。由于细胞内的组分或碎片在微通道中吸附会改变微通道内壁的性质，常需要每测定一个细胞后处理微通道。而且每个细胞溶膜也需要时间。这就使高通量单细胞带来困难。为了解决这个问题，我们提出了无需细胞溶膜的高通量检测单细胞中GSH的方法。在该方法中，细胞在含有衍生试剂萘二甲醛(2，3-naphthaleneicarboxal—dehyde，NDA)的硼砂缓冲溶液中孵育，NDA渗透到细胞中与GSH反应，生成有荧光的化合物。然后将这些细胞高通量地导入聚二甲基硅氧烷(PDMS)微流控芯片中。在汞灯作为光源激发下，用电子多级放大电感偶合器(EMCCD)拍摄流过芯片的细胞。根据每个细胞的荧光信号对细胞内的GStH进行定量分析。对血红细胞分析速度约67 cells/min，对胃癌细胞分析速度约26cells/min。 第七章中我们研究了共聚焦激光扫描荧光图像的校正方法并测定了胃癌细胞内谷胱甘肽(GSH)的分布。在共聚焦激光扫描荧光图像的校正中，首先利用共聚焦激光扫描显微镜对浸泡过罗丹明6G的胃癌细胞进行XYZ三维扫描，得到细胞内罗丹明6G的荧光强度图像。得到一个相对于细胞内位置不同的荧光强度校正常数。再将同一个细胞用NDA衍生细胞内的GSH。在与罗丹明6G同样扫描条件下，对同一个细胞进行第二次三维扫描。这样得到的荧光强度图为细胞内罗丹明6G和GSH荧光强度的总和。通过软件将两次扫描图像相减就得到了细胞内GSH的荧光强度图像。再通过荧光强度校正常数校正细胞内GSH的荧光强度，得到细胞内GSH的真实分布图像。 在第八章中我们提出了一种新的，简单的测定单分子的体积放大技术。以DNA作为模型分子。该方法的策略步骤分为三个步骤。第一步取一定量链霉亲和素修饰的0.35μm的磁球与过量的生物素化的捕捉探针反应，用磁分离除去过量的捕捉探针。再用生物素封闭磁球表面未反应的链霉亲和素位点。用磁分离除去过量的生物素。将少量目标DNA分子与大量结合了捕捉探针的磁球在杂交缓冲溶液中反应，让目标DNA分子通过杂交反应结合到磁球上。由于结合了捕捉探针磁球的浓度大大地大于目标DNA分子的浓度，所以只有一个目标DNA分子可以结合到磁球上。第二步取一定量链霉亲和素修饰的9.95 μm的微球与过量的生物素化的检测探针反应，离心，清洗除去过量的检测探针。用生物素封闭微球表面未反应的链霉亲和素位点，离心，清洗除去过量的生物素，得到结合了检测探针的微球。第三步将上述两步反应的产物按一定比例混合，进行杂交反应，让结合在磁球上的目标DNA分子通过杂交反应结合到微球上。因为在这个比例下结合了检测探针微球的浓度大大地大于结合了目标DNA磁球的浓度，所以只有一个结合了单个目标DNA分子的磁球可以结合到微球上。溶液中还有大量未结合目标DNA分子的磁球及未结合目标DNA分子的微球。用磁分离除去未反应的微球。此时的溶液中仅有未结合目标DNA的磁球和结合了单个目标DNA分子的磁球/微球复合体。由于结合了将此溶液清洗后滴加在载玻片上，用倒置显微镜以×10或x20倍物镜用CCD照像或×100或×200倍用眼观察。由于未结合目标DNA的磁球仅有0.35μm，在显微镜下看不到。而连接目标DNA分子的磁球/微球复合体中微球的直径为9.95μm，很容易观察到。这样就实现了单个目标DNA分子的检测。这个方法的最大优点是不要用复杂而昂贵的仪器，只用普通的显微镜配合常用的CCD(也可用目视)就可进行单个目标DNA分子的检测。