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摘要[目的]建立何鲁牵牛的组培快繁体系，为其规模化生产提供理论依据。[方法]以何鲁牵牛茎段为外植体，研究何鲁牵牛不定芽增殖和生根的最适培养基。[结果]何鲁牵牛在WPM+ 0.3 mg/L 6-BA +0.01 mg/L NAA+0.1 g/L活性炭的启动培养基上成功诱导腋芽抽出，将腋芽转接到WPM+ 0.3 mg/L 6-BA +0.1 g/L活性炭培养基上进行不定芽的增殖，增殖率达4.30；在WPM +0.1 mg/L IBA+0.1 mg/L NAA+0.1 g/L活性炭培养基上生根率较高，可达90%。[结论]该研究建立了何鲁牵牛的组培快繁体系，有利于何鲁牵牛种质资源保护和工厂化生产。
关键词何鲁牵牛；组培快繁；增殖；生根
中图分类号S604文献标识码 A文章编号0517-6611（2016）30-0110-02
何鲁牵牛（Ipomoea holubii）为旋花科番薯属植物，原產于博茨瓦纳和纳米比亚等地[1]。何鲁牵牛叶片细长如柳叶，深粉色喇叭形花，且具有大型的球状块根，其表面石化呈黄褐色，观赏价值很高，是一种珍贵的多肉植物。在自然条件下，何鲁牵牛生长缓慢，繁殖率低，数量较少[1]。此外，为了保护野生何鲁牵牛植物免遭掠夺性采集甚至灭绝的威胁，国际多肉植物研究组织（The International Organization for Succulent Plant Study）已将多种多肉植物列入《濒危野生动植物种国际贸易公约》（CITES公约）附录内，极大地限制了珍稀多肉植物的引种、推广和应用。利用组织培养技术进行何鲁牵牛的快速繁殖可在短期内获得大量与母株遗传背景一致的优质种苗，对于满足国内外对何鲁牵牛的市场需求、保护珍稀何鲁牵牛野生资源具有重要意义。目前鲜见何鲁牵牛组织培养的研究。笔者以何鲁牵牛茎段为外植体，对其组培快繁技术进行了研究。
1材料与方法
1.1材料何鲁牵牛植株由浙江省农业科学院组培中心温室提供，取其当年生枝条的茎段作为外植体。
1.2方法
1.2.1外植体消毒。
以何鲁牵牛茎段为外植体，先用饱和洗衣粉溶液浸泡30 min，再用自来水冲洗干净，然后用70%乙醇溶液和有效氯饱和度为1%的次氯酸钠溶液分别浸泡40 s和7 min，期间摇晃几次，最后用无菌水冲洗3～5遍，每遍1 min。
1.2.2腋芽诱导。
将消毒后的外植体在超净工作台中接种至启动培养基上进行腋芽的诱导。启动培养基：WPM+ 0.3 mg/L 6-BA + 0.01 mg/L NAA+0.2 g/L活性炭，30 g/L蔗糖，7 g/L琼脂，pH 5.8。
1.2.3不定芽增殖。
待腋芽抽出且具有3～5片子叶时将其切下转至增殖培养基上培养，增殖培养基： WPM+30 g/L蔗糖+7 g/L琼脂，添加不同浓度的6-BA（0.1、0.3、0.5 mg/L）及活性炭（0、0.1、0.2 g/L），pH 5.8（表1）。每瓶接种4个，每组5瓶，35 d后观察不定芽的增殖情况并统计增殖率。培养条件：温度（23±2） ℃，光强强度60 μmol/（m2·s），光照时间为12 h/d。
1.2.4生根及移栽。
将不定芽丛分割成单株后转接至生根培养基上培养，生根培养基：WPM +30 g/L蔗糖+7 g/L琼脂+0.1 g/L活性炭，添加不同浓度的NAA和IBA，pH 5.8（表2）。每瓶接种4个，每组5瓶，35 d后观察不定根的诱导情况并统计生根率。培养条件：温度（23±2） ℃，光照强度30～60 μmol/（m2·s），光照时间8～10 h/d。将生根植株从培养基中取出并清洗后移栽至基质中栽培，先在幼苗上覆盖薄膜并遮阴，炼苗2～4 d后逐渐揭开薄膜使幼苗适应外界环境[2]。
2结果与分析
2.1不同培养基对不定芽增殖的影响
消毒后的茎段培养28～34 d后有腋芽抽出，培养42～49 d后具有3～4片叶片。待腋芽伸长后将其切下转接至添加不同浓度6-BA 和活性炭的WPM培养基上进行增殖培养（图1）。培养35 d后，何鲁牵牛的增殖情况见表1。由表1可知，在不添加活性炭培养基A上增殖时，不定芽增殖率为2.35，植株生长状态不佳，叶片呈黄绿色；而在活性炭浓度为0.1 mg/L、6-BA浓度为0.3 mg/L的培养基B上，植株生长健壮，叶片为绿色，增殖率为4.30；随着培养基 C中6-BA浓度的升高，何鲁牵牛的增殖率达6.45，但不定芽较为细弱。由此可知，培养基B是适合何鲁牵牛不定芽增殖的最佳培养基。
2.2不同植物生长调节剂对不定芽生根的影响
将在培养基B中增殖的不定芽丛分割成单株后转接至3种生根培养基上培养，35 d后何鲁牵牛不定根的诱导情况见表2。由表2可知，何鲁牵牛不定芽苗在IBA为0.2 mg/L 的培养基D中生根率为70%，而在NAA为0.2 mg/L的培养基E中生根率为55%，但两者不定芽平均生根条数差异不显著。不定芽在同时添加0.1 mg/L IBA和NAA的培养基F中生根率为90%，平均根数为4.15条，2个指标均高于培养基D和E。
3结论与讨论
前人对于番薯属植物的组织培养研究主要集中在甘薯类作物上[3-5]，对于何鲁牵牛的组培快繁鲜见报道。对于观赏植物的种苗快繁而言，确保种苗与母株遗传背景的一致性极为重要。该研究通过以芽繁芽的方式建立了何鲁牵牛的快繁体系。结果显示，WPM+0.3 mg/L 6-BA+0.1 g/L活性炭是适合何鲁牵牛的增殖培养基，不定芽增殖率可达4.30，且生长健壮。活性炭的添加有利于何鲁牵牛的正常生长，推测活性炭可能吸附了何鲁牵牛分泌的某些有毒害作用的植物次生代谢产物。
何鲁牵牛增殖不定芽在WPM+0.1 mg/L IBA+0.1 mg/L NAA+0.1 g/L活性炭培养基上生根效果最好。生长素组合使用的诱根效果优于单一种类生长素培养，相似的现象在可可茶、非洲菊、月季等的生根诱导中也有报道[6-9]。将生根植株从培养瓶中取出并清洗后移栽至基质中，先在幼苗上覆盖薄膜并遮阴，炼苗2～4 d后逐渐揭开薄膜使幼苗适应外界环境，移栽成活率可达90%。该研究建立了何鲁牵牛的组培快繁体系，有利于何鲁牵牛的种质资源保护和工厂化生产。
参考文献
[1]
MATIS J.Ipomoea holubii[J].British cactus & succulent society，1988，6（4）：108.
[2] 牟豪杰，徐刚，汪一婷，等.多浆植物组培苗移栽技术初探[J].浙江农业科学，2005（6）：450-451.
[3] 董新玉，谢凤琦，张金莲，等.甘薯组培苗简易生产技术[J].云南农业科技，2015（2）：32.
[4] 张宝红，丰嵘.甘薯组织培养高效植株再生体系的建立[J].西北农业学报，1992，1（4）：51-56.
[5] 张军云，张钟，张建康，等.紫甘薯组织培养快繁技术研究[J].中国农学通报，2014，30（4）：96-100.
[6] 叶创兴，朱念德，黄伟结.不同浓度及组合生长素对于可可茶插穗愈伤组织及根产生的促进作用[J].生态科学，1992（1）：93-103.
[7] 戴云新，张健，李敏，等.NAA和IBA对非洲菊组培苗生根的影响[J].安徽农业科学，2009，35（19）：8845-8847.
[8] 李磊，牛艳婷，徐榕雪，等.生长素对丰花月季硬枝扦插生根的影响[J].安徽农业科学，2012，40（29）：14209-14210.
[9] 陆飞，唐燕梅，韦鹏宵，等.不同激素组合对罗汉果‘桂青1号’生根诱导的影响[J].中国园艺文摘，2013，29（7）：3-5.
关键词何鲁牵牛；组培快繁；增殖；生根
中图分类号S604文献标识码 A文章编号0517-6611（2016）30-0110-02
何鲁牵牛（Ipomoea holubii）为旋花科番薯属植物，原產于博茨瓦纳和纳米比亚等地[1]。何鲁牵牛叶片细长如柳叶，深粉色喇叭形花，且具有大型的球状块根，其表面石化呈黄褐色，观赏价值很高，是一种珍贵的多肉植物。在自然条件下，何鲁牵牛生长缓慢，繁殖率低，数量较少[1]。此外，为了保护野生何鲁牵牛植物免遭掠夺性采集甚至灭绝的威胁，国际多肉植物研究组织（The International Organization for Succulent Plant Study）已将多种多肉植物列入《濒危野生动植物种国际贸易公约》（CITES公约）附录内，极大地限制了珍稀多肉植物的引种、推广和应用。利用组织培养技术进行何鲁牵牛的快速繁殖可在短期内获得大量与母株遗传背景一致的优质种苗，对于满足国内外对何鲁牵牛的市场需求、保护珍稀何鲁牵牛野生资源具有重要意义。目前鲜见何鲁牵牛组织培养的研究。笔者以何鲁牵牛茎段为外植体，对其组培快繁技术进行了研究。
1材料与方法
1.1材料何鲁牵牛植株由浙江省农业科学院组培中心温室提供，取其当年生枝条的茎段作为外植体。
1.2方法
1.2.1外植体消毒。
以何鲁牵牛茎段为外植体，先用饱和洗衣粉溶液浸泡30 min，再用自来水冲洗干净，然后用70%乙醇溶液和有效氯饱和度为1%的次氯酸钠溶液分别浸泡40 s和7 min，期间摇晃几次，最后用无菌水冲洗3～5遍，每遍1 min。
1.2.2腋芽诱导。
将消毒后的外植体在超净工作台中接种至启动培养基上进行腋芽的诱导。启动培养基：WPM+ 0.3 mg/L 6-BA + 0.01 mg/L NAA+0.2 g/L活性炭，30 g/L蔗糖，7 g/L琼脂，pH 5.8。
1.2.3不定芽增殖。
待腋芽抽出且具有3～5片子叶时将其切下转至增殖培养基上培养，增殖培养基： WPM+30 g/L蔗糖+7 g/L琼脂，添加不同浓度的6-BA（0.1、0.3、0.5 mg/L）及活性炭（0、0.1、0.2 g/L），pH 5.8（表1）。每瓶接种4个，每组5瓶，35 d后观察不定芽的增殖情况并统计增殖率。培养条件：温度（23±2） ℃，光强强度60 μmol/（m2·s），光照时间为12 h/d。
1.2.4生根及移栽。
将不定芽丛分割成单株后转接至生根培养基上培养，生根培养基：WPM +30 g/L蔗糖+7 g/L琼脂+0.1 g/L活性炭，添加不同浓度的NAA和IBA，pH 5.8（表2）。每瓶接种4个，每组5瓶，35 d后观察不定根的诱导情况并统计生根率。培养条件：温度（23±2） ℃，光照强度30～60 μmol/（m2·s），光照时间8～10 h/d。将生根植株从培养基中取出并清洗后移栽至基质中栽培，先在幼苗上覆盖薄膜并遮阴，炼苗2～4 d后逐渐揭开薄膜使幼苗适应外界环境[2]。
2结果与分析
2.1不同培养基对不定芽增殖的影响
消毒后的茎段培养28～34 d后有腋芽抽出，培养42～49 d后具有3～4片叶片。待腋芽伸长后将其切下转接至添加不同浓度6-BA 和活性炭的WPM培养基上进行增殖培养（图1）。培养35 d后，何鲁牵牛的增殖情况见表1。由表1可知，在不添加活性炭培养基A上增殖时，不定芽增殖率为2.35，植株生长状态不佳，叶片呈黄绿色；而在活性炭浓度为0.1 mg/L、6-BA浓度为0.3 mg/L的培养基B上，植株生长健壮，叶片为绿色，增殖率为4.30；随着培养基 C中6-BA浓度的升高，何鲁牵牛的增殖率达6.45，但不定芽较为细弱。由此可知，培养基B是适合何鲁牵牛不定芽增殖的最佳培养基。
2.2不同植物生长调节剂对不定芽生根的影响
将在培养基B中增殖的不定芽丛分割成单株后转接至3种生根培养基上培养，35 d后何鲁牵牛不定根的诱导情况见表2。由表2可知，何鲁牵牛不定芽苗在IBA为0.2 mg/L 的培养基D中生根率为70%，而在NAA为0.2 mg/L的培养基E中生根率为55%，但两者不定芽平均生根条数差异不显著。不定芽在同时添加0.1 mg/L IBA和NAA的培养基F中生根率为90%，平均根数为4.15条，2个指标均高于培养基D和E。
3结论与讨论
前人对于番薯属植物的组织培养研究主要集中在甘薯类作物上[3-5]，对于何鲁牵牛的组培快繁鲜见报道。对于观赏植物的种苗快繁而言，确保种苗与母株遗传背景的一致性极为重要。该研究通过以芽繁芽的方式建立了何鲁牵牛的快繁体系。结果显示，WPM+0.3 mg/L 6-BA+0.1 g/L活性炭是适合何鲁牵牛的增殖培养基，不定芽增殖率可达4.30，且生长健壮。活性炭的添加有利于何鲁牵牛的正常生长，推测活性炭可能吸附了何鲁牵牛分泌的某些有毒害作用的植物次生代谢产物。
何鲁牵牛增殖不定芽在WPM+0.1 mg/L IBA+0.1 mg/L NAA+0.1 g/L活性炭培养基上生根效果最好。生长素组合使用的诱根效果优于单一种类生长素培养，相似的现象在可可茶、非洲菊、月季等的生根诱导中也有报道[6-9]。将生根植株从培养瓶中取出并清洗后移栽至基质中，先在幼苗上覆盖薄膜并遮阴，炼苗2～4 d后逐渐揭开薄膜使幼苗适应外界环境，移栽成活率可达90%。该研究建立了何鲁牵牛的组培快繁体系，有利于何鲁牵牛的种质资源保护和工厂化生产。
参考文献
[1]
MATIS J.Ipomoea holubii[J].British cactus & succulent society，1988，6（4）：108.
[2] 牟豪杰，徐刚，汪一婷，等.多浆植物组培苗移栽技术初探[J].浙江农业科学，2005（6）：450-451.
[3] 董新玉，谢凤琦，张金莲，等.甘薯组培苗简易生产技术[J].云南农业科技，2015（2）：32.
[4] 张宝红，丰嵘.甘薯组织培养高效植株再生体系的建立[J].西北农业学报，1992，1（4）：51-56.
[5] 张军云，张钟，张建康，等.紫甘薯组织培养快繁技术研究[J].中国农学通报，2014，30（4）：96-100.
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[7] 戴云新，张健，李敏，等.NAA和IBA对非洲菊组培苗生根的影响[J].安徽农业科学，2009，35（19）：8845-8847.
[8] 李磊，牛艳婷，徐榕雪，等.生长素对丰花月季硬枝扦插生根的影响[J].安徽农业科学，2012，40（29）：14209-14210.
[9] 陆飞，唐燕梅，韦鹏宵，等.不同激素组合对罗汉果‘桂青1号’生根诱导的影响[J].中国园艺文摘，2013，29（7）：3-5.