CRISPR/Cas系统自被发现以来,在基因编辑、表达调控、生物成像等领域逐步得到了广泛的应用。基于其以向导RNA介导Cas蛋白在靶点处进行基因操作而无需根据靶点序列不同对蛋白序列进行改变的优势,CRISPR/Cas技术相对于ZFN和TALEN技术而言成本更低,操作更简单,也慢慢取代了后两者在基因编辑领域的地位。最常用的CRISPR/Cas技术是CRISPR/Cas9,由100 nt左右的sg RNA介导Cas9蛋白进行基因操作,但其在多基因编辑、脱靶性等问题上仍然存在一定的缺陷。新发现的CRISPR/Cpf1系统识别与Cas9完全不同的富含胸腺嘧啶的PAM序列,其本身具有前体cr RNA加工功能,对于多基因编辑的设计与操作极为有利,且据报道Cpf1具有比Cas9更低的脱靶性,有着十分广阔的应用前景。本论文中,我们选取了分别来自Acidaminococcus sp.BV3L6（As）,Lachnospiraceae bacterium ND2006（Lb）和Francisella novicida U112（Fn）的CRISPR/Cpf1系统,通过自行构建完成的PAM筛选系统对三种Cpf1蛋白的PAM识别特征进行了验证和分析。然后分别从内源基因切割,cr RNA兼容性,片段定点插入和基因表达激活等方面对三种Cpf1蛋白的基本性质进行了初步探索,对于使用CRISPR/Cpf1编辑工具的科研工作者提供了一定的建议和指导。首先,我们根据Cpf1的PAM序列特征设计了包含4个随机碱基共256种底物的底物片段库（PAM library）,通过原核表达系统表达和纯化出三种Cpf1蛋白并对底物库进行切割。对每条底物的切割情况进行灰度分析,数据统计可以得到每种Cpf1的PAM序列,As Cpf1和Lb Cpf1识别TTTV,而Fn Cpf1识别TTV。而且三种Cpf1对于某一个甚至两个胸腺嘧啶变为胞嘧啶的PAM序列也有一定的识别能力。其次,我们在内源基因DNMT1和CCR5上分别设计靶点进行切割,发现三种Cpf1都具有内源基因切割能力但Fn Cpf1相对较弱。接着,我们针对EGFP质粒和内源基因VEGFA设计靶点,根据不同Cpf1使用不同cr RNA对靶点的切割情况可知,Cpf1使用自身匹配的cr RNA时切割效率最高,但不匹配的情况下也具有一定的切割能力。然后,我们以DNMT1基因为对象,针对靶点设计并得到上下游都具有100 bp同源臂的双链DNA修复模板,结果发现三种Cpf1都能介导同源修复的发生。最后,我们对三种Cpf1进行活性位点突变,得到d Cpf1,包括d As Cpf1（D908A）,d Lb Cpf1（D832A）和d Fn Cpf1（D917A）,通过在d Cpf1上融合转录激活因子VPR（VP64-p65-Rta）靶向MIAT和IL1RN基因的转录起始位点上游进行转录激活,发现d Fn Cpf1-VPR具有最明显的激活作用。本论文通过对三种CRISPR/Cpf1系统进行初步的功能研究,为使用CRISPR/Cpf1系统的科研工作者提供一定的指导和建议,也为T细胞编辑等进一步应用打好基础。