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目的探讨使用骨髓间充质干细胞（MSCs）作为细胞载体搭载包埋缺氧诱导因子-1α（HIF-1α）siRNA的聚乳酸聚乙醇酸纳米粒（PLGA NPs）对模拟糖尿病微环境刺激下视网膜色素上皮（RPE）细胞的影响。（1）原代培养人MSCs并鉴定,在低氧高糖环境下对MSCs的生物学特性进行观察;（2）使用PLGA包载人HIF-1αsi RNA并评测纳米粒相关指标以及观察MSCs的入胞情况;（3）检测PLGA纳米粒对RPE细胞HIF-1α的沉默情况;（4）观察载有包埋HIF-1αsi RNA纳米粒的MSCs对低氧高糖环境下RPE细胞生物学特性以及HIF-1α的mRNA表达的影响。方法（1）使用密度离心法提取人MSCs,通过成骨和成脂诱导后分别使用茜素红和油红O进行染色鉴定。流式细胞术鉴定其表面标记物。通过物理性缺氧模型（低氧CO2培养箱）以及葡萄糖建立低氧高糖模型,按照氧浓度及糖浓度将实验分为:A.常氧常糖组（21%O2+5.56 mmol/L葡萄糖DMEM培养液）;B.常氧高糖组（21%O2+30 mmol/L葡萄糖DMEM培养液）;C.低氧常糖组（5%O2+5.56 mmol/l葡萄糖dmem培养液）;d.低氧高糖组（5%o2+30mmol/l葡萄糖dmem培养液）。使用cck-8在12h、24h和48h分别检测mscs的增殖情况,流式细胞术在24h检测mscs凋亡情况,transwell在24h检测mscs移行情况;（2）由上海吉凯公司构建针对人nm001530（hif-1α）基因的质粒和慢病毒,乳化-挥发法制备载hif-1αsirna的plga纳米粒,激光粒度分析及zeta电位分析检测plga纳米粒的粒度分布范围,扫描电镜观察纳米粒表面形态;使用流式细胞术对转染载有hif-1αsirna的mscs的入胞率进行检测;（3）将实验分为:a.阴性对照组（不做任何处理）;b.慢病毒组（使用构建好的慢病毒对细胞进行转染）;c.裸质粒组（使用构建好的质粒对细胞进行转染）;d.空白plga组（使用γ射线消毒过的,不含质粒的plga纳米粒对细胞进行转染）;e.plga+sirna组（使用γ射线消毒过的,包埋有hif-1αsirna的纳米粒对细胞进行转染）。实时定量pcr检测1d、3d、7d时rpe细胞中hif-1αmrna的相对表达量;（4）使用transwell建立mscs/rpe细胞共培养体系,将实验分为:a.rpe组（在低氧高糖环境下对单纯的rpe细胞进行培养并检测）;b.共培养组（在低氧高糖环境下对mscs+rpe细胞共培养模型进行培养并检测）;c.载plga+sirna共培养组（在低氧高糖环境下对搭载有含hif-1αsirna纳米粒的mscs+rpe细胞共培养模型进行培养并检测）。使用cck-8在12h、24h和48h分别检测rpe细胞的增殖情况,流式细胞术在24h检测rpe细胞的凋亡情况,transwell在24h检测rpe细胞的移行情况;实时定量pcr检测1d、3d、7d时rpe细胞中hif-1αmrna的水平。结果（1）提取的人mscs呈贴壁生长,经鉴定具有向成骨细胞和成脂细胞多向分化的潜能。流式细胞术检测表面标记物显示:cd29（+）,cd34（-）,cd45（-）。低氧高糖组较常氧常糖组mscs的增殖能力（2.25±0.14vs1.28±0.16;3.14±0.19vs1.88±0.11）在24h和48h时和移行（130±7.07vs72±5.66）能力在24h均增强（p<0.05）,凋亡情况无差异（p>0.05）;（2）纳米粒呈窄分布,平均粒径为314.1nm,zeta电位为﹣0.36mv。扫描电镜观察纳米粒表面光滑,呈球形。流式细胞术检测纳米粒入胞率为（67.3±5.2）%;（3）相较慢病毒组（<3d）而言,plga组可长期（7d）对rpe细胞中hif-1αmrna的表达进行有效抑制（7d时HIF-1αmRNA表达量:1.13±0.27（慢病毒组）vs 0.63±0.23（PLGA组）;F=37.48,P<0.05）,抑制率可达到30-50%,单纯质粒组以及空白PLGA组与阴性对照组的结果一致（F=2.74,P>0.05）。（4）在体外共培养体系中,与单纯RPE细胞组及不载药的共培养组相比,载药的共培养组对低氧高糖环境下RPE细胞的增殖,凋亡及移行的影响均没有差异（P>0.05）;1 d、3 d和7 d时,载有PLGA缓释载药系统的MSCs作为载体可较长期、有效的沉默RPE细胞中HIF-1αm RNA的表达（F=45.22,P<0.05）。结论使用MSCs作为细胞载体搭载包埋HIF-1αsi RNA的PLGA可安全有效的抑制低氧高糖环境下RPE细胞HIF-1αm RNA水平,从而对CNV起到治疗作用。