探讨载N-(4-羟基苯基)维甲酰胺(4HPR)及4HPR脂质体(4HPR-L)与4HPR脂质微泡(4HPR-LM)联合超声对人瘢痕疙瘩成纤维细胞(Fb)增殖、凋亡及细胞周期的影响。
方法(1)采用水化超声法制备4HPR-L及4HPR-LM，采用高效液相色谱法、动态光散射法、透射电镜对4HPR-L外观形态、粒径分布、Zeta电势、载药浓度、包封率、载药量进行考察。(2)取人瘢痕疙瘩Fb，采用随机数字表法(分组方法下同)分为13组，每组6孔。对照组细胞不给予任何处理，0.5 W 30 s组、0.5 W 60 s组、0.5 W 120 s组、0.7 W 30 s组、0.7 W 60 s组、0.7 W 120 s组、1.0 W 30 s组、1.0 W 60 s组、1.0 W 120 s组、1.5 W 30 s组、1.5 W 60 s组、1.5 W 120 s组12个超声组细胞分别给予对应参数超声处理。常规培养24 h后，酶标仪测定细胞活力。另取人瘢痕疙瘩Fb，分为5组，每组6孔。对照组细胞不给予任何处理，1、10、20、50 μg/mL空白脂质微泡组细胞给予对应质量浓度的空白脂质微泡处理，常规培养24 h后同前测定细胞活力。另取人瘢痕疙瘩Fb，分为6组，每组12孔。对照组细胞不给予任何处理，1、10、20、50、100 μg/mL 4HPR-L组细胞分别加入含对应质量浓度4HPR的4HPR-L处理，常规培养24、48 h后每组各取6孔同前测定细胞活力。另取人瘢痕疙瘩Fb，分为4组，每组6孔。对照组细胞不给予任何处理，4HPR组、4HPR-L组和4HPR-LM＋超声组细胞分别加入4HPR、4HPR-L、4HPR-LM(4HPR质量浓度均为20 μg/mL)处理，4HPR-LM＋超声组细胞给药后立即给予0.5 W 60 s超声处理。常规培养24 h后同前测定细胞活力。(3)取人瘢痕疙瘩Fb，分为对照组、4HPR组、4HPR-L组和4HPR-LM＋超声组，每组3孔，各组细胞处理同前。常规培养24 h后流式细胞仪检测细胞凋亡情况。(4)取人瘢痕疙瘩Fb，同(3)分组及处理，常规培养24 h后流式细胞仪检测细胞周期分布情况。对数据行单因素方差分析和t检验。
结果(1)4HPR-L颗粒呈大小均匀的球形或类球形结构，粒径为(100.1±1.3)nm，Zeta电势为(－34.3±2.3)mV。4HPR-L溶液中4HPR质量浓度在1 400 μg/mL左右，包封率为(95.8±1.2)%，载药量为(8.3±0.4)%。(2)12个超声组细胞活力均高于93.0%。1、10、20、50 μg/mL空白脂质微泡组细胞活力均高于95.0%。1 μg/mL 4HPR-L组细胞给药24、48 h细胞活力相近(t＝0.393，P>0.05)，给药24 h时10、20、50、100 μg/mL 4HPR-L组细胞活力明显高于给药48 h(t＝44.593、22.961、32.224、35.337，P<0.01)。4HPR组、4HPR-L组与4HPR-LM＋超声组给药24 h细胞活力分别为(47.3±0.7)%、(42.3±1.7)%、(38.6±0.8)%。4HPR组细胞活力明显高于4HPR-L组和4HPR-LM＋超声组(t＝4.551、15.895，P<0.05或P<0.01)，4HPR-L组细胞活力明显高于4HPR-LM＋超声组(t＝－3.360，P<0.05)。(3)4HPR组、4HPR-L组与4HPR-LM＋超声组总凋亡细胞百分比分别为(32.8±2.4)%、(42.5±2.4)%、(58.5±6.3)%，明显高于对照组的(14.9±1.6)%(t＝8.748、13.637、9.500，P<0.01)；4HPR-L组与4HPR-LM＋超声组总凋亡细胞百分比明显高于4HPR组(t＝4.049、5.393，P<0.05或P<0.01)；4HPR-LM＋超声组总凋亡细胞百分比明显高于4HPR-L组(t＝3.371，P<0.01)。(4)4HPR组G2/M期细胞百分比高于对照组，但差异无统计学意义(t＝2.107，P>0.05)；4HPR-L组G2/M期细胞百分比明显高于4HPR组和对照组(t＝18.169、30.026，P<0.01)；4HPR-LM＋超声组G2/M期细胞百分比明显高于4HPR-L组、4HPR组和对照组(t＝4.932、25.854、66.231，P<0.01)。
结论4HPR可抑制人瘢痕疙瘩Fb增殖、诱导细胞凋亡及发生G2/M期阻滞，且4HPR-LM联合超声的作用效果优于4HPR-L和游离4HPR。