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脊髓压迫、脊柱外伤、脊髓组织供血动脉疾患、外科手术中胸腹相关动脉的阻断、损伤或循环血容量的急剧减少等因素均可引起脊髓缺血，从而导致脊髓损伤（Spinal Cord Injury, SCI）。当涉及的相关缺血因素去除后，脊髓组织虽可恢复灌注，但功能却得不到改观，反而进一步加重先前由于缺血造成的损害，形成脊髓缺血再灌注损伤（Spinal Cord Ischemia-Reperfusion Injury, SCII）。长期以来，脊髓缺血再灌注损伤后的高致残率和高死亡率严重影响着患者的生存质量。如何恢复损伤后神经元功能并改善局部微环境已成为国内外研究的热点。由于造成SCII的病理生理机制复杂，治疗难度高，目前尚未有一个高效的治疗方法，对其治疗仍处于探索阶段。目前SCII的研究已深入到基因和细胞水平，基因治疗、细胞移植是全新的治疗途径，近年来发展迅速，主要针对神经功能的修复和微环境的改善，技术关键是选择有效的目的基因和载体细胞，这些治疗方式有望在治疗脊髓缺血再灌注损伤领域中取得突破。研究表明，低氧诱导因子-1α（Hypoxia-inducible Factor-1α,HIF-1α）在机体低氧应答中可大量产生，并处于关键环节，并与DNA特定序列结合而调控靶基因的转录及翻译，在缺氧后细胞凋亡及微循环的改善等方面起重要作用。骨髓间充质干细胞（Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells，BMSCs）在神经元的增殖、分化和迁移方面起促进作用，有助损伤神经元结构与功能的恢复。因此我们设想通过合理有效的方式把两者结合起来。企望采取细胞移植与基因治疗相结合技术，发挥HIF-1α基因调节缺氧应答和BMSCs细胞移植的双重作用，为SCII救治探索新的策略。实验一大鼠骨髓间充质干细胞的培养及HIF-1α基因转染后的相关检测目的：分离并培养BMSCs，并完成HIF-1α基因转染后的相关检测。方法：选择全骨髓贴壁筛选法分离、培养BMSCs，采用倒置相差显微镜、流式细胞仪、诱导成骨、成脂肪细胞的方法鉴定所培养细胞；利用电穿孔技术将前期构建成功的带有荧光标记的基因表达载体pcDNA3.1-HIF-1α转染入BMSCs，荧光显微镜观察是否成功转染。结果：培养的细胞经过一系列鉴定符合骨髓间充质干细胞特点，BMSCs经过转染后，细胞核内出现红色荧光颗粒。结论：全骨髓贴壁筛选法可成功分离并获取实验所需BMSCs，电穿孔方法可将HIF-1α基因表达载体转染入BMSCs。实验二经基因修饰后低氧条件下BMSCs生物学特性的实验研究目的：探讨低氧条件下经基因修饰后BMSCs生物学特性。方法：建立物理性低氧环境，将基因成功转染后的BMSCs、单纯BMSCs、仅转染pcDNA3.1质粒的BMSCs在该环境下连续培养8天，分别命名为BMSCs-HIF-1α组，BMSCs组，BMSCs-pcDNA3.1组。采用Western Blot检测HIF-1α基因蛋白水平表达；流式细胞仪检测细胞周期和凋亡；MTT法测定细胞生长曲线，观察细胞生物学特性。结果：Western Blot显示BMSCs-HIF-1α组的蛋白表达量明显高于其余两组，BMSCs-pcDNA3.1、BMSCs组的蛋白表达较低，两两比较没有明显差异，流式细胞仪检测表明BMSCs-HIF-1α组细胞增殖指数（PI）高于其余两组,凋亡率明显小于其他组; MTT结果提示相同条件下，BMSCs-HIF-1α组细胞生长状态明显好于其他两组。结论：大鼠BMSCs经HIF-1α基因转染后，低氧环境下生物学特性在一定程度上得到增强。实验三CoCl2诱导的化学性低氧对基因修饰后BMSCs生物学特性的影响目的：探讨氯化钴（CoCl2）在模拟化学性缺氧中对基因修饰后BMSCs生物学特性的影响。方法：将化学性低氧诱导剂CoCl2加入到基因转染后的BMSCs、单纯BMSCs细胞培养基中模拟低氧环境，保持终浓度为150μM，连续观察8天。（细胞分组记为：BMSCs-HIF-1α-CoCl2组、BMSCs-CoCl2组）。并同物理性缺氧诱导的细胞（记为对照组）进行比较，（细胞分组为：BMSCs-HIF-1α组、BMSCs组）。Western Blot测定细胞内HIF-1α基因的蛋白表达；流式细胞仪观察各组细胞周期以及凋亡；MTT法绘制细胞生长曲线，观察细胞增殖。结果：与BMSCs-HIF-1α组比较，BMSCs-HIF-1α-CoCl2组细胞内HIF-1α表达上调，G2期以及S期细胞比例及增值指数PI升高，G1期细胞比例降低，细胞数目增多；细胞凋亡率降低；与BMSCs组比较，BMSCs-CoCl2组细胞表现出上述相同趋势。结论：氯化钴（CoCl2）在模拟化学性缺氧中对基因修饰后BMSCs生物学活性有一定的增强作用。