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摘要 豆科植物能够与根瘤菌建立共生关系而结瘤固氮，结瘤信号途径中Ca2 在根瘤以及根毛质膜去极化形成中起着重要的作用。就钙在结瘤形成中的最新研究进展进行综述，并对有待进一步研究的领域进行了分析讨论。
关键词 Ca2 ；豆科植物；根瘤；结瘤因子
中图分类号 Q46.78文献标识码A文章编号1007-5739（2008）04-0103-02
钙不仅是植物结构组分元素，而且其二价离子可以作为第二信使在植物信号转导中起重要作用。如当植物受到各种外界与内在的信号因子（如光、温度、盐、触动、压力、辐射、激素、干旱、涝、结瘤因子等）刺激时所导致的反应，大多和钙信号有关[1]。另外，植物生长发育过程如细胞分裂、极性生长、伸长、分化、衰老、凋亡等也需要Ca2 起信号转导作用。胞质游离Ca2 浓度的瞬间变化，是细胞响应各种刺激信号的初始事态，由以诱发一系列信号转导下游事态。
豆科植物能够与根瘤菌建立共生关系而结瘤固氮，根瘤是通过特定的根瘤菌菌株侵染特定的宿主植物形成的。豆科植物结瘤过程涉及根瘤菌在植物根际间繁殖、豆科植物分泌的类黄酮等诱导根瘤菌分泌结瘤因子发生信号交换、根毛变形、弯曲、根瘤原基形成、侵染线形成、成熟根瘤的形成等步骤。结果显示，钙信使系统在结瘤因子诱导反应、侵染根尖以及根毛变形、弯曲、侵染线形成、信号转导、微丝中都起重要作用。而目前已有不少研究者对钙在豆科植物结瘤过程中的作用展开了研究。本文旨在通过钙与结瘤因子、根尖、根毛、微丝以及信号转导的关系，对其在根瘤发育中的作用进行阐述，为更好地研究钙在结瘤信号转导中的作用提供理论依据。
１钙与结瘤因子的关系
结瘤因子是根瘤菌分泌的宿主专一性的主要决定因子，与豆科植物分泌的类黄酮等相互识别而建立共生关系。结瘤因子信号能够诱导豆科植物根毛一系列表型变化，如细胞质膜去极化、离子流动和早期结瘤素基因的表达以及根毛变形、皮层细胞分裂和根瘤原基形成[2]。
豆科植物根毛细胞对不同浓度的结瘤因子会表现出两种独立的Ca2 反应，即起始于细胞核区域并以波动形式向根尖移动的Ca2 峰和Ca2 流动。Ca2 峰在结瘤因子信号转导中的作用多数可能是通过峰浓度的短暂骤变表达的。这种作用会暂时或永久地加速或降低Ca2 浓度的改变。Sidney等发现加入1nmol/L的结瘤因子，苜蓿的根毛细胞在10min后才表现出Ca2 峰，加入10nmol/L的结瘤因子后可引发暂时早于并在空间上引发区别于之后发生在相同细胞的Ca2 浓度的增加，加入低浓度结瘤因子引起峰的细胞，在结瘤因子浓度从1nmoL/L 增加到10nmol/L 时即引起Ca2 流动，但在不能引发Ca2 峰的植物突变体（dim1 和 dim2）中加入 10nmoL/L的结瘤因子，能表现出瞬间而短暂的Ca2 流动[3]。Ehrhardtetal等（1996）也表明根毛Ca2 浓度的重复升高是对结瘤因子的一种应答反应[4]。以紫花苜蓿和苜蓿为材料，应用纯化的结瘤因子，发现Ca2 峰的1个典型特征是在每500nmoL/L的数量中，细胞质中的Ca2 浓度迅速（1~4s）增加，紧接着通过一个更平缓过程回到Ca2 休息水平，峰一旦引发就以60s的频率不断发生。这些特征与哺乳动物中的Ca2 行为相一致。一些研究者以电生理学和细胞生物学方法以及特异阻滞物的药理学研究的方法，对结瘤因子激活的根部表皮中的信号转导级联放大作用进行分析，表明发生的反应之一就是加入结瘤因子1min后质膜的去极化，这种去极化是在数秒内诱导出来的。随后Ca2 很快地流入，紧接着是Cl-的流出，膜的去极化引起K 的流出。通过这种方式，膜又重新极化，Ca2 的流入对结瘤因子诱导的膜去极化来说是重要的，Ca2 通道拮抗物硝苯吡啶（EGTA）抑制了结瘤因子诱导的膜去极化，而Ca2 载体A23187能够模拟这一反应，加入结瘤因子数分钟后，在根毛的核周区域发生Ca2 振荡，接着Ca2 在细胞中迅速增加[5，6]。Ehrhart等发现在具有NodRIV-v的苜蓿中没有对结瘤因子做出反应的Ca2 ，不能引起Ca2 峰。据此认为Ca2 只能对具有特异结构的结瘤因子做出反应。Eric等通过对苜蓿中结瘤因子诱导的Ca2 的抑制物的分析指出IIA型Ca2 泵和磷酸脂酶C是结瘤因子诱导Ca2 峰时所必需的。此外结瘤因子也可调节Ca2 的浓度等。Ca2 是受基因调控的。Rebecca等的研究表明Ca2 峰是依赖于共同的结瘤基因 NodABC 的，宿主特异的结瘤基因NodFE、NodL、NodPQ和NodH不仅在结瘤因子的末端修饰中起作用，它们对Ca2 峰的诱导也起作用。这些基因发生突变的结瘤因子则不能引发Ca2 峰[7，8]。
由此可见，结瘤因子在Ca2 峰的形成过程中起诱导作用，同时Ca2 会发生相应的应答反应，二者相互作用，共同诱导质膜去极化及下游反应。
2钙与根尖的关系
根尖是指从根顶端到着生根毛的一段尖细、幼嫩的部分，是根生命活动最活跃的部分，根伸长生长，物质、水分吸收，以及根内组织分化主要在根尖进行。从顶端起依次分为根冠、分生区、伸长区和成熟区（根毛区）。
研究表明，侵染发生在根毛区。在侵染过程中，根瘤菌进入植物根皮层内，并且诱导根皮层细胞的分裂和根瘤细胞的形成[9]。Shaw等（2000）将紫花苜蓿根毛区分为3个区：I：组织生长活跃区；II：接近完成生长区；III：已完成生长区。结瘤因子能够诱导根毛区II细胞径向膨大，而建立新的高度激化生长点，激活根毛区I的生长。而根毛区 I 和根毛区III对结瘤因子却没有反应，这可能是由于根毛区I是高度分化和活跃生长区域，根毛区III有次级细胞壁，不能催化生长。也有人认为根毛区I抑制离子去极化、Ca2 的输入以及Ca2 峰的形成[10]。Gage等利用染料标记的方法发现Ca2 参与根尖以及花粉管的顶端生长。已经证明从根毛基部到尖端和花粉管的基部到尖端存在Ca2 浓度逐渐上升的钙梯度，Ca2 通道被阻抑后，根毛停止生长。这是由于Ca2 影响细胞壁的构建[11]。
综上所述，结瘤因子诱导豆科植物根尖根毛区Ｉ质膜去离子极化，并诱导形成Ca2 峰。Ca2 在根尖细胞壁构建中有重要作用，其机理有待进一步研究。
3钙与根毛的关系
根毛是根表皮细胞向外突出的、顶端密闭的管状细胞，不仅可以增加根的表面积，而且是植物吸收营养的主要器官[12]。与根瘤的形成有密不可分关系，Ehrhardt等证实了根毛是根瘤菌侵染的直接部位。根毛参与根瘤结瘤因子诱导的细胞生物学过程，并在共生信号传递过程中起作用。其中一个重要的形态变化就是根毛变形 [13]。
共生关系的一个重要过程就是结瘤因子诱导根毛变形的过程。王安兆等以紫花苜蓿为材料，利用纯化后的结瘤因子初步研究了钙、在结瘤因子诱导的紫花苜蓿根毛变形中的作用，表明当紫花苜蓿加入结瘤因子后，结瘤因子诱导根毛变形，不同的Ca2 浓度对根毛变形的结果不同。在Ca2 浓度为0mmoL/L、0.1mmoL/L、1.0mmoL/L的条件下，根毛生长正常，没有任何变化，而在10.0mmoL/L的条件下，没有结瘤因子却可以引起类似于结瘤因子引起的根毛变形。即高浓度Ca2 可引起类似于结瘤因子引起根毛变形。因此，胞外Ca2 是结瘤因子诱导根毛变形过程所必须的[14]。
Hubert等研究也表明根毛的不同发育阶段，细胞质中Ca2 浓度变化对结瘤因子信号转导的作用不同，根毛顶端Ca2 浓度的变化可能与根毛变形有关，而根的下部Ca2 浓度的增加对结瘤信号的放大、根毛的繁殖和下游事件的信号转导来说是基本的[15]。
可见，结瘤因子可以诱导根毛变形，胞外高浓度钙离子在没有结瘤因子的情况下也可以引起根毛变形，同时不同的胞质Ca2 浓度对结瘤信号转导作用不同。
4Ca2 与微丝的关系
微丝是细胞的结构成分，它可以使胞质各种组分之间、胞质组分与细胞表面、相邻细胞间的胞质组分连接在一起，是胞质丝处于动态变化的骨架，细胞组分沿着这一骨架移动并且被定位到细胞内的特定位置。此外，微丝还参与了细胞的形态建成等，还可能与受体、转导信号相连，进一步调节细胞反应[16]。
根毛顶端的Ca2 梯度参与了根毛顶端生长的调控，但是Ca2 到底调控哪些下游元件至今并不很清楚。而微丝骨架很可能就是Ca2 调控的元件之一。王安兆等利用根毛变形试验，表明钙可以缓解微丝解聚对结瘤因子引起的苜蓿根毛变形的抑制作用，Ca2 有可能通过微丝来调控根毛变形。Ca2 和微丝骨架在根毛变形过程中的时空变化比较接近，能够影响微丝结合蛋白对微丝骨架的调控，而微丝骨架不同的聚合、解聚状态也会影响Ca2 通道的活性。在动物中的研究也表明，微丝可以通过不同的聚合，解聚来影响Ca2 通道的活性，达到对Ca2 的调控。
因此，Ca2 可以通过微丝调控根毛变形，同时，微丝复杂的聚合状态也会影响钙离子通道活性，二者相互调控，共同影响根毛变形。
5 Ca2 与信号转导途径的关系
结瘤过程是由一系列基因共同控制的，突变体的获得是研究信号通路的重要途径[17]。而Ca2 峰的形成与否逐渐成为判别突变体以及信号转导通路的重要指标。如豌豆突变体有SYM8 、SYM9、SYM10、SYM19，紫花苜蓿中突变体有DMI1、DMI2、DMI3。在这些突变体中，结瘤因子不能诱导根毛的变形和卷曲，皮层细胞的分裂和早期结瘤素基因ENOD12及ENOD40的表达，即不能形成根瘤。在豌豆SYM8、SYM9、SYM10 突变体以及苜蓿的突变体中，结瘤因子都不能诱导Ca2 振荡，其中有2个结瘤特异性的NOD因子受体激酶（NFR1和NFR5）存在于通用信号元件的上游。直接或间接识别分子的受体激酶是SYMRK/NORK（即DMI2），然后通过胞内激酶区域传递信号。紧接着通过磷酸化作用激活离子通道DMI1，DMI1编码一种新蛋白，与配体门控阳离子通道相似性较低，这种蛋白在被子植物和早期陆生植物中是高度保守的，是一种古老的植物特异性基因，对于Ca2 峰的形成是必需的。之后，对胞质Ca2 浓度变化产生响应的是DMI3元件，DMI3基因与钙调蛋白激酶基因高度相似，在信号通路中能迅速下调Ca2 峰，表明Ca2 峰很可能是这个信号级联反应的必须组件[18-20]。
6结语
综上所述，Ca2 在豆科植物结瘤过程中有着重要的作用，其Ca2 信号在结瘤过程中的作用机制以及转导途径机制已经初步形成。同时借助大量共生突变体Ca2 峰的表现形式来研究结瘤信号转导途径已经成为必不可少的途径。但是结瘤因子感知与Ca2 峰之间存在滞后时间的问题尚未有明确的解释。此外，Ca2 在结瘤信号转导中级联放大模式仅初步形成，这方面的研究可能成为今后研究的热点。
7参考文献
[1] 杨弘远．钙在有花植物受精过程中的作用[J]．植物学报，1999（41）：1027-1035.
[2] GEURTS R，T.BISSEING T.Rhizobium Nod factor perception and signalling[J]. Plant Cell，2002，14（2）：239-249.
[3] SIDNEY L，SHAW，SHARON R L. Nod factor elicits two separable calcium responses in Medicago truncatula root hair cells[J]. Plant Physiol，2003（131）：971-984.
[4] EHWARDT D W，WAIS R，LONG S R. Calcium spiking in plant root hairs responding to Rhizohium nodulation signals[J].Cell，1996（85）：673-681.
[5] FELLE H H，KONDOROSI E，KONDOROSI，et al. The role of ion fluxes in Nod factor signaling in Mcdicago Sativa[J].Plant Jour，1998（13）：455-464.
[6] KURK D A，BOUTEAN F，PENNARUN A M，et al. lon currents involved in early Nod factor response in Medicago Sativa root hair. A discontinuous single-electrode voltage-clamp study[J].Plant Jour，2000（22）：9-17.
[7] WAIS R J，GALERA C，OLDROYD G，et al. Genetic analysis of calcium spiking responses in nodulation mutants of Medicago truncatula[J]. Proc Natl Acad Sci USA，2000（97）：13 407-13 412.
[8] WALKER S A，VIPREY V，DOWNIE J A. Dissection of modulation signaling using Pea mutants defective for calcium spiking induced by nod factors and chitin oligomers[J].Proc Natl Acad Sci USA，2000（97）：13 413-13 418.
[9] SIEBERER B，EMONS A M C，Cytoarchitecture and pattern of cytoplasmic streaming in root hairs of Medicago truncatula during development and deformation by nodulation factors[J]. Protoplasma，2000（214）：118-127.
[10] SHAW S L，DUMAIS J，LONG S R. Cell surface expansion in polarly growing root hairs of Medicago truncatula[J]. Plant Physiol，2000（124）：959-969.
[11] GAGE D J. Infection and Invasion of roots by symbiotic，nitrogen fixing Rhizobia during nodulation of temperate legumes[J]. Microbiology and molecular biology reviews，2004，68（2）：280-300.
[12] 王跃平，李英慧，关荣霞，等．植物根毛生长发育及分子调控机理[J]．遗传，2007，29（4）：413-419.
[13] EHRARDT D W，WAIS R，LONG S R. Calcium spiking in plant root hairs responding to Rhizobium nodulation signals[J].Cell，1996，85（5）：673-681.
[14] 王安兆．结瘤因子诱导紫花苜蓿根毛变形过程中钙与微丝作用的初步研究[D]．北京：中国农业大学，2005.
[15] HUBERT H F，EVA K，ADM K，et al. Nod factors modulate the concentration of cytosolid free calcium differently in growing and non-growing root hairs of Medicago Sativa L[J]. Planta，1999（209）：207-212.
[16] ALAFNO F，RUSSELL A，GAMBARDELLA R，DUEKETT J G. The actine cytoskeleton of the Iiver wort Rcicaia fluitans： Eeffcst of cytochalasin B and aluminium ions on rhizoid tip growth[J]. palnt physio. 1993（142）：569-574.
[17] HARRISON M J.ANNU R. Molecular and cellular aspects of the arbuscular mycorrhizal symbiosis [J]. Plant Physiology and Plant Molecular，1999（50）：361-389.
[18] JEAN M A，GYORGY B K，RIELY B K，et al. Medicago truncatula DMI1 Required for Bacterial and Fungal Symbioses in Legumes[J]. Science，2004（303）：1364-1366.
[19] 袁志林，陈连庆．菌根共生体形成过程中的信号识别与转导机制[J]．微生物学通报，2007，34（1）：161-164.
[20] Stracke S，Kistner C，Yoshida S，et al. A plant receptor-like kinase required for both bacterial and fungal symbiosis[J]. Nature，2002（417）：954-959.
关键词 Ca2 ；豆科植物；根瘤；结瘤因子
中图分类号 Q46.78文献标识码A文章编号1007-5739（2008）04-0103-02
钙不仅是植物结构组分元素，而且其二价离子可以作为第二信使在植物信号转导中起重要作用。如当植物受到各种外界与内在的信号因子（如光、温度、盐、触动、压力、辐射、激素、干旱、涝、结瘤因子等）刺激时所导致的反应，大多和钙信号有关[1]。另外，植物生长发育过程如细胞分裂、极性生长、伸长、分化、衰老、凋亡等也需要Ca2 起信号转导作用。胞质游离Ca2 浓度的瞬间变化，是细胞响应各种刺激信号的初始事态，由以诱发一系列信号转导下游事态。
豆科植物能够与根瘤菌建立共生关系而结瘤固氮，根瘤是通过特定的根瘤菌菌株侵染特定的宿主植物形成的。豆科植物结瘤过程涉及根瘤菌在植物根际间繁殖、豆科植物分泌的类黄酮等诱导根瘤菌分泌结瘤因子发生信号交换、根毛变形、弯曲、根瘤原基形成、侵染线形成、成熟根瘤的形成等步骤。结果显示，钙信使系统在结瘤因子诱导反应、侵染根尖以及根毛变形、弯曲、侵染线形成、信号转导、微丝中都起重要作用。而目前已有不少研究者对钙在豆科植物结瘤过程中的作用展开了研究。本文旨在通过钙与结瘤因子、根尖、根毛、微丝以及信号转导的关系，对其在根瘤发育中的作用进行阐述，为更好地研究钙在结瘤信号转导中的作用提供理论依据。
１钙与结瘤因子的关系
结瘤因子是根瘤菌分泌的宿主专一性的主要决定因子，与豆科植物分泌的类黄酮等相互识别而建立共生关系。结瘤因子信号能够诱导豆科植物根毛一系列表型变化，如细胞质膜去极化、离子流动和早期结瘤素基因的表达以及根毛变形、皮层细胞分裂和根瘤原基形成[2]。
豆科植物根毛细胞对不同浓度的结瘤因子会表现出两种独立的Ca2 反应，即起始于细胞核区域并以波动形式向根尖移动的Ca2 峰和Ca2 流动。Ca2 峰在结瘤因子信号转导中的作用多数可能是通过峰浓度的短暂骤变表达的。这种作用会暂时或永久地加速或降低Ca2 浓度的改变。Sidney等发现加入1nmol/L的结瘤因子，苜蓿的根毛细胞在10min后才表现出Ca2 峰，加入10nmol/L的结瘤因子后可引发暂时早于并在空间上引发区别于之后发生在相同细胞的Ca2 浓度的增加，加入低浓度结瘤因子引起峰的细胞，在结瘤因子浓度从1nmoL/L 增加到10nmol/L 时即引起Ca2 流动，但在不能引发Ca2 峰的植物突变体（dim1 和 dim2）中加入 10nmoL/L的结瘤因子，能表现出瞬间而短暂的Ca2 流动[3]。Ehrhardtetal等（1996）也表明根毛Ca2 浓度的重复升高是对结瘤因子的一种应答反应[4]。以紫花苜蓿和苜蓿为材料，应用纯化的结瘤因子，发现Ca2 峰的1个典型特征是在每500nmoL/L的数量中，细胞质中的Ca2 浓度迅速（1~4s）增加，紧接着通过一个更平缓过程回到Ca2 休息水平，峰一旦引发就以60s的频率不断发生。这些特征与哺乳动物中的Ca2 行为相一致。一些研究者以电生理学和细胞生物学方法以及特异阻滞物的药理学研究的方法，对结瘤因子激活的根部表皮中的信号转导级联放大作用进行分析，表明发生的反应之一就是加入结瘤因子1min后质膜的去极化，这种去极化是在数秒内诱导出来的。随后Ca2 很快地流入，紧接着是Cl-的流出，膜的去极化引起K 的流出。通过这种方式，膜又重新极化，Ca2 的流入对结瘤因子诱导的膜去极化来说是重要的，Ca2 通道拮抗物硝苯吡啶（EGTA）抑制了结瘤因子诱导的膜去极化，而Ca2 载体A23187能够模拟这一反应，加入结瘤因子数分钟后，在根毛的核周区域发生Ca2 振荡，接着Ca2 在细胞中迅速增加[5，6]。Ehrhart等发现在具有NodRIV-v的苜蓿中没有对结瘤因子做出反应的Ca2 ，不能引起Ca2 峰。据此认为Ca2 只能对具有特异结构的结瘤因子做出反应。Eric等通过对苜蓿中结瘤因子诱导的Ca2 的抑制物的分析指出IIA型Ca2 泵和磷酸脂酶C是结瘤因子诱导Ca2 峰时所必需的。此外结瘤因子也可调节Ca2 的浓度等。Ca2 是受基因调控的。Rebecca等的研究表明Ca2 峰是依赖于共同的结瘤基因 NodABC 的，宿主特异的结瘤基因NodFE、NodL、NodPQ和NodH不仅在结瘤因子的末端修饰中起作用，它们对Ca2 峰的诱导也起作用。这些基因发生突变的结瘤因子则不能引发Ca2 峰[7，8]。
由此可见，结瘤因子在Ca2 峰的形成过程中起诱导作用，同时Ca2 会发生相应的应答反应，二者相互作用，共同诱导质膜去极化及下游反应。
2钙与根尖的关系
根尖是指从根顶端到着生根毛的一段尖细、幼嫩的部分，是根生命活动最活跃的部分，根伸长生长，物质、水分吸收，以及根内组织分化主要在根尖进行。从顶端起依次分为根冠、分生区、伸长区和成熟区（根毛区）。
研究表明，侵染发生在根毛区。在侵染过程中，根瘤菌进入植物根皮层内，并且诱导根皮层细胞的分裂和根瘤细胞的形成[9]。Shaw等（2000）将紫花苜蓿根毛区分为3个区：I：组织生长活跃区；II：接近完成生长区；III：已完成生长区。结瘤因子能够诱导根毛区II细胞径向膨大，而建立新的高度激化生长点，激活根毛区I的生长。而根毛区 I 和根毛区III对结瘤因子却没有反应，这可能是由于根毛区I是高度分化和活跃生长区域，根毛区III有次级细胞壁，不能催化生长。也有人认为根毛区I抑制离子去极化、Ca2 的输入以及Ca2 峰的形成[10]。Gage等利用染料标记的方法发现Ca2 参与根尖以及花粉管的顶端生长。已经证明从根毛基部到尖端和花粉管的基部到尖端存在Ca2 浓度逐渐上升的钙梯度，Ca2 通道被阻抑后，根毛停止生长。这是由于Ca2 影响细胞壁的构建[11]。
综上所述，结瘤因子诱导豆科植物根尖根毛区Ｉ质膜去离子极化，并诱导形成Ca2 峰。Ca2 在根尖细胞壁构建中有重要作用，其机理有待进一步研究。
3钙与根毛的关系
根毛是根表皮细胞向外突出的、顶端密闭的管状细胞，不仅可以增加根的表面积，而且是植物吸收营养的主要器官[12]。与根瘤的形成有密不可分关系，Ehrhardt等证实了根毛是根瘤菌侵染的直接部位。根毛参与根瘤结瘤因子诱导的细胞生物学过程，并在共生信号传递过程中起作用。其中一个重要的形态变化就是根毛变形 [13]。
共生关系的一个重要过程就是结瘤因子诱导根毛变形的过程。王安兆等以紫花苜蓿为材料，利用纯化后的结瘤因子初步研究了钙、在结瘤因子诱导的紫花苜蓿根毛变形中的作用，表明当紫花苜蓿加入结瘤因子后，结瘤因子诱导根毛变形，不同的Ca2 浓度对根毛变形的结果不同。在Ca2 浓度为0mmoL/L、0.1mmoL/L、1.0mmoL/L的条件下，根毛生长正常，没有任何变化，而在10.0mmoL/L的条件下，没有结瘤因子却可以引起类似于结瘤因子引起的根毛变形。即高浓度Ca2 可引起类似于结瘤因子引起根毛变形。因此，胞外Ca2 是结瘤因子诱导根毛变形过程所必须的[14]。
Hubert等研究也表明根毛的不同发育阶段，细胞质中Ca2 浓度变化对结瘤因子信号转导的作用不同，根毛顶端Ca2 浓度的变化可能与根毛变形有关，而根的下部Ca2 浓度的增加对结瘤信号的放大、根毛的繁殖和下游事件的信号转导来说是基本的[15]。
可见，结瘤因子可以诱导根毛变形，胞外高浓度钙离子在没有结瘤因子的情况下也可以引起根毛变形，同时不同的胞质Ca2 浓度对结瘤信号转导作用不同。
4Ca2 与微丝的关系
微丝是细胞的结构成分，它可以使胞质各种组分之间、胞质组分与细胞表面、相邻细胞间的胞质组分连接在一起，是胞质丝处于动态变化的骨架，细胞组分沿着这一骨架移动并且被定位到细胞内的特定位置。此外，微丝还参与了细胞的形态建成等，还可能与受体、转导信号相连，进一步调节细胞反应[16]。
根毛顶端的Ca2 梯度参与了根毛顶端生长的调控，但是Ca2 到底调控哪些下游元件至今并不很清楚。而微丝骨架很可能就是Ca2 调控的元件之一。王安兆等利用根毛变形试验，表明钙可以缓解微丝解聚对结瘤因子引起的苜蓿根毛变形的抑制作用，Ca2 有可能通过微丝来调控根毛变形。Ca2 和微丝骨架在根毛变形过程中的时空变化比较接近，能够影响微丝结合蛋白对微丝骨架的调控，而微丝骨架不同的聚合、解聚状态也会影响Ca2 通道的活性。在动物中的研究也表明，微丝可以通过不同的聚合，解聚来影响Ca2 通道的活性，达到对Ca2 的调控。
因此，Ca2 可以通过微丝调控根毛变形，同时，微丝复杂的聚合状态也会影响钙离子通道活性，二者相互调控，共同影响根毛变形。
5 Ca2 与信号转导途径的关系
结瘤过程是由一系列基因共同控制的，突变体的获得是研究信号通路的重要途径[17]。而Ca2 峰的形成与否逐渐成为判别突变体以及信号转导通路的重要指标。如豌豆突变体有SYM8 、SYM9、SYM10、SYM19，紫花苜蓿中突变体有DMI1、DMI2、DMI3。在这些突变体中，结瘤因子不能诱导根毛的变形和卷曲，皮层细胞的分裂和早期结瘤素基因ENOD12及ENOD40的表达，即不能形成根瘤。在豌豆SYM8、SYM9、SYM10 突变体以及苜蓿的突变体中，结瘤因子都不能诱导Ca2 振荡，其中有2个结瘤特异性的NOD因子受体激酶（NFR1和NFR5）存在于通用信号元件的上游。直接或间接识别分子的受体激酶是SYMRK/NORK（即DMI2），然后通过胞内激酶区域传递信号。紧接着通过磷酸化作用激活离子通道DMI1，DMI1编码一种新蛋白，与配体门控阳离子通道相似性较低，这种蛋白在被子植物和早期陆生植物中是高度保守的，是一种古老的植物特异性基因，对于Ca2 峰的形成是必需的。之后，对胞质Ca2 浓度变化产生响应的是DMI3元件，DMI3基因与钙调蛋白激酶基因高度相似，在信号通路中能迅速下调Ca2 峰，表明Ca2 峰很可能是这个信号级联反应的必须组件[18-20]。
6结语
综上所述，Ca2 在豆科植物结瘤过程中有着重要的作用，其Ca2 信号在结瘤过程中的作用机制以及转导途径机制已经初步形成。同时借助大量共生突变体Ca2 峰的表现形式来研究结瘤信号转导途径已经成为必不可少的途径。但是结瘤因子感知与Ca2 峰之间存在滞后时间的问题尚未有明确的解释。此外，Ca2 在结瘤信号转导中级联放大模式仅初步形成，这方面的研究可能成为今后研究的热点。
7参考文献
[1] 杨弘远．钙在有花植物受精过程中的作用[J]．植物学报，1999（41）：1027-1035.
[2] GEURTS R，T.BISSEING T.Rhizobium Nod factor perception and signalling[J]. Plant Cell，2002，14（2）：239-249.
[3] SIDNEY L，SHAW，SHARON R L. Nod factor elicits two separable calcium responses in Medicago truncatula root hair cells[J]. Plant Physiol，2003（131）：971-984.
[4] EHWARDT D W，WAIS R，LONG S R. Calcium spiking in plant root hairs responding to Rhizohium nodulation signals[J].Cell，1996（85）：673-681.
[5] FELLE H H，KONDOROSI E，KONDOROSI，et al. The role of ion fluxes in Nod factor signaling in Mcdicago Sativa[J].Plant Jour，1998（13）：455-464.
[6] KURK D A，BOUTEAN F，PENNARUN A M，et al. lon currents involved in early Nod factor response in Medicago Sativa root hair. A discontinuous single-electrode voltage-clamp study[J].Plant Jour，2000（22）：9-17.
[7] WAIS R J，GALERA C，OLDROYD G，et al. Genetic analysis of calcium spiking responses in nodulation mutants of Medicago truncatula[J]. Proc Natl Acad Sci USA，2000（97）：13 407-13 412.
[8] WALKER S A，VIPREY V，DOWNIE J A. Dissection of modulation signaling using Pea mutants defective for calcium spiking induced by nod factors and chitin oligomers[J].Proc Natl Acad Sci USA，2000（97）：13 413-13 418.
[9] SIEBERER B，EMONS A M C，Cytoarchitecture and pattern of cytoplasmic streaming in root hairs of Medicago truncatula during development and deformation by nodulation factors[J]. Protoplasma，2000（214）：118-127.
[10] SHAW S L，DUMAIS J，LONG S R. Cell surface expansion in polarly growing root hairs of Medicago truncatula[J]. Plant Physiol，2000（124）：959-969.
[11] GAGE D J. Infection and Invasion of roots by symbiotic，nitrogen fixing Rhizobia during nodulation of temperate legumes[J]. Microbiology and molecular biology reviews，2004，68（2）：280-300.
[12] 王跃平，李英慧，关荣霞，等．植物根毛生长发育及分子调控机理[J]．遗传，2007，29（4）：413-419.
[13] EHRARDT D W，WAIS R，LONG S R. Calcium spiking in plant root hairs responding to Rhizobium nodulation signals[J].Cell，1996，85（5）：673-681.
[14] 王安兆．结瘤因子诱导紫花苜蓿根毛变形过程中钙与微丝作用的初步研究[D]．北京：中国农业大学，2005.
[15] HUBERT H F，EVA K，ADM K，et al. Nod factors modulate the concentration of cytosolid free calcium differently in growing and non-growing root hairs of Medicago Sativa L[J]. Planta，1999（209）：207-212.
[16] ALAFNO F，RUSSELL A，GAMBARDELLA R，DUEKETT J G. The actine cytoskeleton of the Iiver wort Rcicaia fluitans： Eeffcst of cytochalasin B and aluminium ions on rhizoid tip growth[J]. palnt physio. 1993（142）：569-574.
[17] HARRISON M J.ANNU R. Molecular and cellular aspects of the arbuscular mycorrhizal symbiosis [J]. Plant Physiology and Plant Molecular，1999（50）：361-389.
[18] JEAN M A，GYORGY B K，RIELY B K，et al. Medicago truncatula DMI1 Required for Bacterial and Fungal Symbioses in Legumes[J]. Science，2004（303）：1364-1366.
[19] 袁志林，陈连庆．菌根共生体形成过程中的信号识别与转导机制[J]．微生物学通报，2007，34（1）：161-164.
[20] Stracke S，Kistner C，Yoshida S，et al. A plant receptor-like kinase required for both bacterial and fungal symbiosis[J]. Nature，2002（417）：954-959.