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背景与目的:肾小管间质损伤以及间质纤维化,系不同病因慢性肾脏病进入终末期肾衰的主要病因和共同病理过程。而炎症免疫反应是肾小管间质病变重要病生理过程,其中的炎症调控机制仍不甚清楚。众多证据表明,肾小管上皮细胞间充质转分化（epithelial mesenchymal transition,EMT）在肾间质纤维化中起着十分重要作用,而肾间质炎症不仅引起局部免疫微环境改变,且是诱发EMT的重要诱因。因此,进一步揭示肾小管间质病变及纤维化机制以及与肾脏疾病进展关系,仍是目前研究热点。我们前期研究发现,肾小管上皮细胞炎症早期亦可通过转分化形式,表达树突状细胞（dendritic cell,DC）表型DC-SIGN,并在后者调控下诱导T细胞促炎应答,参与肾间质炎症和纤维化形成。而作为天然免疫分子DC-SIGN,其可通过与TLR4相互作用介导肾小管上皮细胞发挥DC样功能,参与肾脏局部炎症调节。然而对于肾小管上皮细胞炎症中如何转分化为DC样细胞以及与上述EMT的关系尚不清楚。为此我们进一步发现,肾小管上皮细胞DC样转分化或其在EMT过程中,均表达血系细胞分化的转录因子RUNX1（Runt-related transcription factor 1）,推测该转录因子可能也参与肾小管上皮细胞DC样转分化以及EMT的调控,且两者间可能存在关联性。为此本研究从炎症与转分化角度,结合肾小管上皮细胞DC样转分化以及与EMT关系,拟通过观察RUNX1对两者转分化的分子调控作用,进一步探讨肾小管上皮细胞转分化及其分子机制。方法:（1）利用人肾小管上皮细胞（HK-2）,给予TNF-α（20ng/m L）刺激,采用实时定量PCR及Western blot检测RUNX1表达水平;随后利用HK-2细胞构建过表达RUNX1稳转株,给予上述TNF-α刺激,采用实时定量PCR检测RUNX1和DC-SIGN表达水平;继而建立并利用肾炎损伤小鼠模型,采用实时定量PCR检测经分离的模型鼠肾小管上皮细胞RUNX1表达水平。（2）利用上述过表达RUNX1的HK-2细胞稳转株,给予TGF-β（20ng/m L）刺激,采用实时定量PCR检测RUNX1、DC-SIGN、E-cadherin、以及Snai1、Slug、Vimentin表达水平;随后利用过表达RUNX1的HK-2细胞稳转株,给予上述TGF-β刺激,采用实时定量PCR检测PU.1、DC-SIGN表达水平;继而利用Cas9慢病毒系统构建内源性过表达PU.1的HK-2细胞稳转株,给予TGF-β刺激,采用实时定量PCR及Western blot检测PU.1、DC-SIGN表达水平。（3）收集肾损伤患者肾组织样本,采用组织免疫荧光方法,检测患者肾组织中DC-SIGN、TLR4表达和定位状况;随后利用HK-2细胞,给予LPS（100ng/m L）刺激,采用Western blot检测DC-SIGN表达水平;继而利用HK-2细胞,给予上述LPS刺激,采用蛋白免疫沉淀及免疫荧光技术检测DC-SIGN与TLR4相互作用以及定位状况;此外利用HK-2细胞转染DC-SIGN si RNA并给予LPS刺激,采用实时定量PCR及Western blot检测p65、IKKε、TBK1、p38以及JNK等磷酸化水平;进一步采用免疫荧光技术,检测LPS诱导p65核易位状况;另采用ELISA检测上述HK-2细胞培养上清中IL-6、TNF-α分泌变化;（4）利用HK-2细胞并给予TGF-β（20ng/m L）刺激,采用双荧光素酶基因报告系统,检测RUNX1对TGF-β诱导Smad3活性影响状况;随后采用蛋白免疫沉淀技术,检测RUNX1与Snail、Slug以及Twist1等相互作用状况;继而利用HK-2细胞转染RUNX1 si RNA,给予上述TGF-β刺激,采用Western blot检测RUNX1对TGF-β诱导ATP1B1、HIF-1α表达影响状况;进一步分别利用转染RUNX1 si RNA的HK-2细胞以及过表达RUNX1的HK-2细胞稳转株,采用Western blot检测RUNX1对TGF-β诱导JNK、ERK、p38以及Akt等磷酸化影响状况;最后利用敲除肾小管上皮细胞Runx1小鼠制备的肾纤维化模型,进行RUNX1上述作用的体内验证。结果:研究结果显示,（1）TNF-α可明显促进HK-2细胞的RUNX1表达,且刺激效果显著高于对照组IL-4和CSF1的诱导效应。随后利用肾炎损伤模型鼠体内证实,相较对照组小鼠离体肾小管上皮细胞低表达RUNX1;模型组小鼠伴随肾功能受损,其离体肾小管上皮细胞亦显著表达RUNX1。继而利用过表达RUNX1的HK-2细胞稳转株发现,无论给予TNF-α刺激与否,该稳转株细胞均较对照组HK-2细胞明显表达RUNX1;同时显著高表达DC-SIGN,其表达效应亦明显高于对照组HK-2细胞,且发现再给予TNF-α刺激后可进一步上调DC-SIGN的表达。（2）利用上述过表达RUNX1的HK-2细胞稳转株并经EMT诱导因子TGF-β刺激,发现过表达RUNX1后,其可明显下调该稳转株细胞上皮标志物E-cadherin,上调EMT标志物Snai1、Slug、Vimentin等表达,同时其亦可显著促进DC-SIGN的表达;随后利用上述稳转株细胞发现,过表达RUNX1后亦可明显促进PU.1的表达。继而利用上述内源性过表达PU.1的HK-2细胞稳转株并经TGF-β刺激,发现PU.1过表达激活后,可明显促进该稳转株细胞DC-SIGN表达。（3）利用肾损伤患者肾组织样本发现,肾损伤患者肾小管上皮细胞均高表达DC-SIGN和TLR4,且两者共定位于肾小管上皮细胞表面;随后利用HK-2细胞并经LPS刺激,发现伴随DC-SIGN明显表达,DC-SIGN和TLR4以复合物形式共定位于HK-2细胞表面;继而利用DC-SIGN si RNA干预,发现可抑制LPS诱导的TLR4-Myd88非依赖途径信号分子IKKε和TBK1激活以及p65核易位,同时可抑制HK-2细胞炎症因子IL-6和TNF-α的分泌。（4）利用RUNX1 si RNA干预或过表达RUNX1的HK-2细胞稳转株,发现可分别抑制或上调HK-2细胞EMT标志物Snai1、Slug、N-cadherin表达;随后发现证实,RUNX1调控EMT均与TGF-β/Smad3途径,以及与EMT相关调节分子（Snail、Slug、Twist1）、钠钾泵通道蛋白（ATP1B1）、缺氧诱导因子（HIF-1α）等相互作用无关;而与其通过促进PI3K亚基p110δ表达并诱导Akt激活,进而调控PI3K/Akt通路有关。进一步利用上述肾小管上皮细胞Runx1敲除小鼠的肾纤维化模型予以验证。结论:RUNX1参与炎症中肾小管上皮细胞DC样转分化以及EMT发生的调控。在上述过程中,RUNX1可通过与PU.1协同,调控肾小管上皮细胞向DC样转分化,参与肾脏局部炎症调节或免疫损伤。此外RUNX1亦可通过调控PI3K/Akt信号通路,参与EMT发生以及肾纤维化形成,提示其可能是肾小管上皮细胞转分化的关键调控因子,有待进一步研究。