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摘 要 以华南8号木薯（Manihot esculenta Crantz cv. South China 8）无菌苗嫩茎为材料，采用植物组织培养方法获得试管微型薯，利用组织解剖学及组织化学方法研究木薯试管微块根（微型薯）的形态结构发育以及田间木薯块根形态结构发育，结果表明：木薯在组培条件下形成的微型薯没有次生结构的分化，微型薯的膨大在结构上表现为初生根皮层细胞体积的增大以及细胞间隙的增加。而田间块根的膨大在结构上表现为次生结构的产生以及大量淀粉的积累；组培微型薯和田间块根淀粉积累相比，存在时间上和空间上的差异，早期生长的微型薯没有淀粉的积累，生长5～10 d后在皮层薄壁细胞可见淀粉粒分布。而田间生长的木薯块根的淀粉是在初生根产生次生结构后就开始积累，淀粉主要积累在次生木质部，少部分分布于皮层薄壁细胞和韧皮部。
关键词 木薯；组培；微型薯；块根；解剖结构
中图分类号 S533 文献标识码 A
Abstract Manihot esculenta Crantz cv. South China 8 was used as the experimental material. The method of tissue culture was applied to obtain the micro-tuber. The development and morphological structure of cassava in micro-tuber and tuber was studied by the method of anatomical technology. The conclusions of the analysis are as follows： 1） In vitro， there was no secondary tissue formed in the whole procession of micro-tuber induction. The expansion of micro-tuber was the results of the enlargement of cortical parenchyma cell volume and intercellular space. Not like micro-tuber， the tuber in field-grown formed secondary tissue and a large number of starch grains stored in xylem parenchyma cells. 2） There was a time and space difference in starch accumulation between micro-tuber root and tuber. There was no starch grains in micro-tuber until five to ten days cultured. A small amount of starch grains occurred in the cortical parenchyma cells. The starch in field-grown cassava roots was produced in the primary root after secondary structure beginning to accumulate. Starch mainly accumulated in the secondary xylem parenchyma cells. A small number of distribution in the cortex and phloem.
Key words Cassava；Tissue culture；Micro-tuber；Tuber；Anatomical structure
doi 10.3969/j.issn.1000-2561.2014.10.002
木薯（Manihot esculenta Crantz），别名树薯、树番薯，系大戟科（Euphorbiaceae）木薯属（Manihot）灌木，是一种重要的亚热带、热带经济作物，因其块根淀粉含量较高，被列为三大薯类之一[1]。
目前木薯的生物学研究主要集中在遗传育种、组织培养、生理学特性、采后生理生化等方面[2]。对于木薯块根的形成和淀粉积累机制的研究尤其受到关注。由于木薯块根的发育和成熟需要6～8个月，且块根深藏于土壤中，观察和挖取费时费力[3]。有研究者提出用组培诱导出的微型薯替代块根材料做相应的研究[4]。然而，组培条件下形成的微型薯与田间栽培的木薯块根在组织结构上、贮藏积累淀粉能力和机制上是否一致，能否用微型薯替代块根做相关的生物学研究有待进一步研究。
本研究通过组织培养的方法诱导木薯微型薯的形成，运用解剖学和组织化学的方法来研究微型薯的发生发育，并与田间栽培的木薯块根进行比较，探讨二者间的结构差异以及发生发育过程中的淀粉积累动态变化，以期丰富不定根发生的生物学理论，并为深入开展木薯块根及淀粉积累机制的研究提供参考和依据。
1 材料与方法
1.1 材料
以华南8号木薯（Manihot esculenta crantz cv.South China 8）为材料。由中国热带农业科学院热带品种资源研究所木薯中心提供。
1.2 方法
1.2.1 材料种植与取样 选择成熟度一致，直径大小近似或相等的华南8号木薯种茎种植于海南大学农学基地，起垄种植，垄高20～30 cm，种前施足底肥，将种茎平放于种植穴中，覆土，间距1 m×1 m。种植后每隔10 d对不定根进行取样，每次取3个种茎段，每个茎段上随机选5条不定根，切成0.5～1 cm的切断用FAA固定备用。 1.2.2 微型薯诱导 取自然条件下种植的华南8号木薯带顶芽的嫩茎段作为外植体，去除叶片和部分叶柄，切成4～6 cm长的茎段放入锥形瓶中消毒灭菌。将灭好菌的材料接种于下面的培养基中。生根培养基：MS+0.5 mg/L NAA+3%蔗糖+0.3%植物凝胶；微型薯诱导培养基：MS+0.5 mg/L NAA+0.5 mg/L 6-BA+5%蔗糖+0.3%植物凝胶，pH 5.7～5.9；培养条件：培养温度为（25士2）℃，每天16 h光照和8 h黑暗，在光照强度为1 500～2 000 lx的培养室中培养。
1.2.3 切片和观察 采用高碘酸-锡夫反应法（PAS反应法）制片，方法如下： 将取下的材料（初生根、微型薯、块根）立即放入FAA固定液中固定。真空抽气30～60 min后放入4 ℃冰箱备用；固定好的材料经过系列梯度酒精脱水后用Van-clear透明剂透明；采用石蜡的熔点为54～56 ℃，在58 ℃烘箱中完成整个浸蜡过程；将浸好蜡的材料整齐的放入盛有蜡液的纸质小船中，用加热后的铁勺子或镊子赶走石蜡中尤其是材料周边的气泡；根据材料位置和所需的切面修整蜡块，将浸有材料的蜡块用单面刀片修整为梯状体，用旋转式切片机切出厚度为8～15 μm厚度的蜡带；切片经环保透明剂Van-clear透明和系列酒精复水后染色（染色步骤为：0.5% KIO4 10 min→自来水冲洗5 min →蒸馏水2 min →锡夫试剂25 min →漂洗液2 min →漂洗液2 min →自来水5 min →蒸馏水2 min）。后经系列酒精脱水后透明，用环保塑料封片，将切片置于Leica DM2000数码成像系统下显微观察并拍照。
2 结果与分析
2.1 微型薯的形态
微型薯可以通过2种途径获得，一种是直接诱导（直接将外植体接种于微型薯诱导培养基上）；另一种是二次诱导（先将外植体接种于生根培养基上，待其长出2～3 cm不定根时将整个植株转接于微型薯培养基上培养）。经过多次继代的木薯健壮的无菌茎段在微型薯诱导培养基上可直接诱导为微型薯（图1-1、1-2）10～15 d后在茎基部可观察到木薯微型薯，直接诱导获得的微型薯旁边常伴有愈伤组织的形成，微型薯的发生位置从外部形态上看可分为2种情况：一种是从嫩茎基部发生；另一种从茎基部的愈伤组织发生。
取健壮的华南8号嫩茎段接种于生根培养基上，10 d后可观察到初生的纤维根，待其长到一定长度后（约2 cm）将茎段连同根一起转入微型薯诱导培养基上，培养2 d后就可以观察到根的膨大，膨大的起始部位是根尖的生长区，后逐渐向根基处膨大，经过5 d的诱导培养，部分木薯嫩茎基部可以观察到木薯微型薯的雏形，培养10 d后，大部分木薯材料可观察到微型薯，此时的微型薯形状与自然条件下生长的块根相似（图1-3），长度约为2～3 cm，最长的可达5 cm，直径为0.2～0.5 cm。微型薯薯块的形状有2种，一种呈“纺锤”形（图1-4）；一种呈“梨”形（图1-5）。随着培养时间的增加，微型薯表面膨胀使多处地方出现裂痕，其组织松软，容易脱落（图1-6）。微型薯在培养基中主要分布在培养基表面，而纤维根则深向培养基内部；所有的微型薯质地松软，呈现海绵状，微型薯极其容易折断，产生微型薯的材料很难再进行整体继代培养。
2.2 微型薯的结构
对微型薯的结构进行解剖学观察发现：在微型薯整个发育过程中没有次生结构的分化，薯块的膨大是皮层薄壁细胞的膨大和细胞间隙变大引起。微型薯诱导2 d时，皮层中间部分的细胞体积变大（图2-1）；5 d后观察到部分表皮破裂，皮层薄壁细胞体积继续增加（图2-2）；10 d后表皮层完全破裂，靠中柱的皮层薄壁细胞向外扩张，外部的皮层薄壁细胞散乱地排列在中柱周围，细胞变形，细胞排列疏松，出现较大细胞间隙，中柱的维管组织和初生纤维根相比没有太大的变化（图2-3）。
最开始膨大的微型薯没有淀粉的积累，生长到5 d左右，部分微型薯在皮层薄壁细胞上观察到少量淀粉粒的存在（图2-4），随着诱导时间的增加，皮层淀粉粒数量增加（图2-5）淀粉粒主要集中在皮层薄壁细胞边缘，多数为单粒淀粉粒（图2-6）。
2.3 田间木薯块根的发生部位
栽培木薯发生不定根的位置在种茎切口处、托叶痕处、芽痕处和新长的木薯茎基部。种植3～5 d可观察到不定根发生于芽痕处和叶痕处，切口处在种植7～15 d后可观察到不定根的发生，从茎段外观上依次表现为：愈伤形成、茎段表皮隆起出现根点、长出不定根。种茎形态学下端的切口比其形态学上端的切口有更多的不定根发生。种植50 d后，可发现部分不定根开始膨大形成块根，膨大有一定的方向性，是由不定根的中间部或中下部向根基方向膨大。各个部位发生的不定根都有可能膨大为块根。
2.4 田间木薯不定根发育的解剖结构
木薯根的初生结构为典型的双子叶植物根的初生结构。由表皮层、皮层和中柱3部分组成。表皮位于初生根的最外层，由1层细胞构成，排列紧密，具有根毛。皮层分为外皮层，皮层薄壁细胞和内皮层，占根的大部分。中柱包括中柱鞘、初生木质部和初生韧皮部。中柱鞘为1～3层较小的薄壁细胞。初生木质部束数变化较大，观察到最少的为3束，最多的为8束。初生韧皮部分为原生韧皮部和后生韧皮部，二者很难区分。初生韧皮部聚集为圆块状，位于2束初生木质部之间，初生木质部和初生韧皮部各自成束且束数相同，交错排列（图3-1）。
初生根生长一定时期后发育为次生结构，包括周皮和次生维管组织。周皮由木栓层、木栓形成层和栓内层组成；次生维管组织由次生木质部、次生韧皮部和维管形成层组成（图3-2）。次生木质部、韧皮部和皮层薄壁细胞有少量淀粉积累，次生木质部的淀粉粒大多分布在次生木质部的薄壁细胞内（图3-3）。
部分具有次生结构的根，由于次生木质部部分不断生长，膨大形成块根，淀粉主要积累在次生木质部的薄壁细胞，特别是木射线薄壁细胞，在次生韧皮部细胞中也有淀粉粒分布。随块根不断膨大，淀粉积累增多，淀粉粒主要积累在次生木质部的薄壁细胞中，淀粉动态变化见图3-4、3-5、3-6。 2.5 木薯试管微型薯和田间块根的结构差异
木薯可以通过离体培养形成试管微型薯，这种微型薯只是在形状上类似于田间木薯块根，二者在生长发育过程和结构上有很大的差异，组培微型薯在整个生长过程中都没有出现次生结构的分化，有的甚至初生结构都没有分化完全，它的膨大主要是由于皮层薄壁细胞的膨大和细胞间隙的增加。而田间栽培的木薯根是初生根经过次生生长产生次生结构后才开始膨大的。
微型薯和田间块根淀粉积累相比，存在时间上和空间上的差异，前期生长的组培微型薯没有淀粉的积累，到后期才发现少量淀粉累积，这些淀粉主要积累在数量不多的皮层薄壁细胞，而田间生长的木薯块根的大部分淀粉是在初生根产生次生结构后就开始积累。这些淀粉粒主要积累在次生木质部的薄壁细胞中，少部分分布于皮层薄壁细胞和韧皮部上。随着次生木质部不断生长，淀粉粒的分布亦逐渐增多，最终含有大量淀粉粒的木薄壁细胞占据块根的绝大部分。
3 讨论与结论
目前，组培条件下微型薯的诱导的文献多集中在马铃薯（Solanum tuberosum）上，对马铃薯微型薯的研究表明，马铃薯微型薯实质是块茎，其上有不定芽。由于体积小、重量轻，繁殖期间杜绝了外来病菌的再次侵染，贮藏、运输、种植方便，可以替代试管苗作为繁殖材料[5]。而木薯的微型薯是块根，且结构疏松不紧实，上无不定芽，不宜作为繁殖材料。
木薯在组培条件下诱导形成块根的报道目前还不多见。1974年Kartha等[6]在建立木薯无菌苗体系时偶然发现添加有萘乙酸（NAA）和6-苄氨基嘌呤（6-BA）的培养基可以诱导出形状类似于木薯块根的试管微型薯。这种微型薯只是在形态上和田间种植的木薯相似。有研究者指出块根的形成是形态学、生理学和生物学次序作用的结果[7]。根结构上的改变在很大程度上会导致其功能上改变，结构不同的根功能会有所不同[8]。组培条件下诱导的微型薯没有经历次生生长，其膨大的主要原因是皮层薄壁细胞体积的增加以及细胞间隙的增大。而田间栽培的木薯块根是由不定根经过次生增粗生长形成的，维管形成层不断分裂出大量薄壁细胞，向外分化为次生韧皮部和周皮，向内分化成次生木质部，其中，次生木质部占块根的大部分比例。微型薯和田间块根虽然在结构上有差异，但是二者都具有贮藏淀粉的功能。不同的是，微型薯淀粉主要贮藏在皮层薄壁细胞中，而田间块根的淀粉主要贮藏在次生木质部的薄壁细胞中，除此之外，二者淀粉积累的时间也不相同，前期诱导出的微型薯并没有淀粉的积累，随诱导时间的增加，淀粉积累才开始积累并增加，最后导致微型薯表面出现裂痕。而田间块根的淀粉在初生根产生次生结构后就开始积累。
块根是由不定根或侧根经过增粗生长形成的，这种增粗生长在不同植物根的结构发育上表现是不一样的。人参榕（Ficus microcarpa L.f）膨大块根与未膨大块根的主要差异在于膨大块根中次生维管形成层和副形成层共同形成的次生维管组织、三生组织以及次生木质部中淀粉大量积累[9]。怀地黄（Rehmannia glutinosa）块根的增粗主要是维管形成层产生大量的次生木质部薄壁组织细胞以及这些细胞增殖活动的结果[10]。对于某些植物，块根的膨大并非是形成层活动导致，如麦冬（Ophiopogon japonicas ker-Gaul）的主要膨大部位是皮层，其块根的膨大主要是皮层薄壁细胞的增加和淀粉的积累[11]。有学者研究了组培条件下太子参（Pseudostellaria hererophylla）的结构与田间种植的太子参的结构，结果表明，组培条件下形成的太子参微型块根和田间种植的太子参形成块根的机制是一致的，都是由于维管形成层向内产生大量的次生木质部薄壁细胞后淀粉的积累引起块根的膨大[12]。但是笔者研究木薯组培条件下和田间条件下形成的块根差异表明：将微型薯作为木薯块根发育和淀粉积累机制的研究模型仍需进一步探讨。
参考文献
[1] 李开绵， 林 雄， 黄 洁. 国内外木薯科研发展概况[J]. 热带农业科学， 2001， 89（1）： 56-60.
[2] 韦本辉. 中国木薯栽培技术与产业发展[M]. 北京： 中国农业出版社， 2008： 142-145.
[3] 赵 超， 黄 洁. 木薯栽培与育种[M]. 北京： 中国农业出版社， 2011： 17-21.
[4] 范明霞. 木薯再生体系的建立和HNL24b基因的克隆及辐照诱变育种[D]. 武汉： 华中农业大学， 2010.
[5] 张志军. 马铃薯试管快繁及调控机理研究[D]. 杭州： 浙江大学， 2003.
[6] Kartha K K， Gamborg O L， Constabel F. Regeneration of cassava plants from apical meristems[J]. Plant Science， 1974， 2： 107-13.
[7] Xu X， Vreugdenhil D， van Lammeren A A M. Cell division and cell enlargement during potato tuber formation[J]. Journal of Experimental Botany， 1998， 1： 23-29
[8] Barlow P W. The origin diversity and biology of shoot borne roots[M]. New York： Plenum Press， 1994： 1-23.
[9] 陈小琴. 人参榕块根膨大机理及其调控技术研究[D]. 福州： 福建农林大学， 2009.
[10] 王太霞， 李景原，胡正海. 怀地黄块根的形态发生和结构发育[J]. 西北植物学报， 2003， 23（7）： 1 217-1 223.
[11] 焦连魁. 麦冬块根发育的初步研究[D]. 北京： 北京协和医学院， 2012.
[12] 叶祖云， 王雅英，田惠桥. 太子参试管微块根形成及其应用初探[J]. 植物生理学通讯， 2009， 45（3）： 263-266.
关键词 木薯；组培；微型薯；块根；解剖结构
中图分类号 S533 文献标识码 A
Abstract Manihot esculenta Crantz cv. South China 8 was used as the experimental material. The method of tissue culture was applied to obtain the micro-tuber. The development and morphological structure of cassava in micro-tuber and tuber was studied by the method of anatomical technology. The conclusions of the analysis are as follows： 1） In vitro， there was no secondary tissue formed in the whole procession of micro-tuber induction. The expansion of micro-tuber was the results of the enlargement of cortical parenchyma cell volume and intercellular space. Not like micro-tuber， the tuber in field-grown formed secondary tissue and a large number of starch grains stored in xylem parenchyma cells. 2） There was a time and space difference in starch accumulation between micro-tuber root and tuber. There was no starch grains in micro-tuber until five to ten days cultured. A small amount of starch grains occurred in the cortical parenchyma cells. The starch in field-grown cassava roots was produced in the primary root after secondary structure beginning to accumulate. Starch mainly accumulated in the secondary xylem parenchyma cells. A small number of distribution in the cortex and phloem.
Key words Cassava；Tissue culture；Micro-tuber；Tuber；Anatomical structure
doi 10.3969/j.issn.1000-2561.2014.10.002
木薯（Manihot esculenta Crantz），别名树薯、树番薯，系大戟科（Euphorbiaceae）木薯属（Manihot）灌木，是一种重要的亚热带、热带经济作物，因其块根淀粉含量较高，被列为三大薯类之一[1]。
目前木薯的生物学研究主要集中在遗传育种、组织培养、生理学特性、采后生理生化等方面[2]。对于木薯块根的形成和淀粉积累机制的研究尤其受到关注。由于木薯块根的发育和成熟需要6～8个月，且块根深藏于土壤中，观察和挖取费时费力[3]。有研究者提出用组培诱导出的微型薯替代块根材料做相应的研究[4]。然而，组培条件下形成的微型薯与田间栽培的木薯块根在组织结构上、贮藏积累淀粉能力和机制上是否一致，能否用微型薯替代块根做相关的生物学研究有待进一步研究。
本研究通过组织培养的方法诱导木薯微型薯的形成，运用解剖学和组织化学的方法来研究微型薯的发生发育，并与田间栽培的木薯块根进行比较，探讨二者间的结构差异以及发生发育过程中的淀粉积累动态变化，以期丰富不定根发生的生物学理论，并为深入开展木薯块根及淀粉积累机制的研究提供参考和依据。
1 材料与方法
1.1 材料
以华南8号木薯（Manihot esculenta crantz cv.South China 8）为材料。由中国热带农业科学院热带品种资源研究所木薯中心提供。
1.2 方法
1.2.1 材料种植与取样 选择成熟度一致，直径大小近似或相等的华南8号木薯种茎种植于海南大学农学基地，起垄种植，垄高20～30 cm，种前施足底肥，将种茎平放于种植穴中，覆土，间距1 m×1 m。种植后每隔10 d对不定根进行取样，每次取3个种茎段，每个茎段上随机选5条不定根，切成0.5～1 cm的切断用FAA固定备用。 1.2.2 微型薯诱导 取自然条件下种植的华南8号木薯带顶芽的嫩茎段作为外植体，去除叶片和部分叶柄，切成4～6 cm长的茎段放入锥形瓶中消毒灭菌。将灭好菌的材料接种于下面的培养基中。生根培养基：MS+0.5 mg/L NAA+3%蔗糖+0.3%植物凝胶；微型薯诱导培养基：MS+0.5 mg/L NAA+0.5 mg/L 6-BA+5%蔗糖+0.3%植物凝胶，pH 5.7～5.9；培养条件：培养温度为（25士2）℃，每天16 h光照和8 h黑暗，在光照强度为1 500～2 000 lx的培养室中培养。
1.2.3 切片和观察 采用高碘酸-锡夫反应法（PAS反应法）制片，方法如下： 将取下的材料（初生根、微型薯、块根）立即放入FAA固定液中固定。真空抽气30～60 min后放入4 ℃冰箱备用；固定好的材料经过系列梯度酒精脱水后用Van-clear透明剂透明；采用石蜡的熔点为54～56 ℃，在58 ℃烘箱中完成整个浸蜡过程；将浸好蜡的材料整齐的放入盛有蜡液的纸质小船中，用加热后的铁勺子或镊子赶走石蜡中尤其是材料周边的气泡；根据材料位置和所需的切面修整蜡块，将浸有材料的蜡块用单面刀片修整为梯状体，用旋转式切片机切出厚度为8～15 μm厚度的蜡带；切片经环保透明剂Van-clear透明和系列酒精复水后染色（染色步骤为：0.5% KIO4 10 min→自来水冲洗5 min →蒸馏水2 min →锡夫试剂25 min →漂洗液2 min →漂洗液2 min →自来水5 min →蒸馏水2 min）。后经系列酒精脱水后透明，用环保塑料封片，将切片置于Leica DM2000数码成像系统下显微观察并拍照。
2 结果与分析
2.1 微型薯的形态
微型薯可以通过2种途径获得，一种是直接诱导（直接将外植体接种于微型薯诱导培养基上）；另一种是二次诱导（先将外植体接种于生根培养基上，待其长出2～3 cm不定根时将整个植株转接于微型薯培养基上培养）。经过多次继代的木薯健壮的无菌茎段在微型薯诱导培养基上可直接诱导为微型薯（图1-1、1-2）10～15 d后在茎基部可观察到木薯微型薯，直接诱导获得的微型薯旁边常伴有愈伤组织的形成，微型薯的发生位置从外部形态上看可分为2种情况：一种是从嫩茎基部发生；另一种从茎基部的愈伤组织发生。
取健壮的华南8号嫩茎段接种于生根培养基上，10 d后可观察到初生的纤维根，待其长到一定长度后（约2 cm）将茎段连同根一起转入微型薯诱导培养基上，培养2 d后就可以观察到根的膨大，膨大的起始部位是根尖的生长区，后逐渐向根基处膨大，经过5 d的诱导培养，部分木薯嫩茎基部可以观察到木薯微型薯的雏形，培养10 d后，大部分木薯材料可观察到微型薯，此时的微型薯形状与自然条件下生长的块根相似（图1-3），长度约为2～3 cm，最长的可达5 cm，直径为0.2～0.5 cm。微型薯薯块的形状有2种，一种呈“纺锤”形（图1-4）；一种呈“梨”形（图1-5）。随着培养时间的增加，微型薯表面膨胀使多处地方出现裂痕，其组织松软，容易脱落（图1-6）。微型薯在培养基中主要分布在培养基表面，而纤维根则深向培养基内部；所有的微型薯质地松软，呈现海绵状，微型薯极其容易折断，产生微型薯的材料很难再进行整体继代培养。
2.2 微型薯的结构
对微型薯的结构进行解剖学观察发现：在微型薯整个发育过程中没有次生结构的分化，薯块的膨大是皮层薄壁细胞的膨大和细胞间隙变大引起。微型薯诱导2 d时，皮层中间部分的细胞体积变大（图2-1）；5 d后观察到部分表皮破裂，皮层薄壁细胞体积继续增加（图2-2）；10 d后表皮层完全破裂，靠中柱的皮层薄壁细胞向外扩张，外部的皮层薄壁细胞散乱地排列在中柱周围，细胞变形，细胞排列疏松，出现较大细胞间隙，中柱的维管组织和初生纤维根相比没有太大的变化（图2-3）。
最开始膨大的微型薯没有淀粉的积累，生长到5 d左右，部分微型薯在皮层薄壁细胞上观察到少量淀粉粒的存在（图2-4），随着诱导时间的增加，皮层淀粉粒数量增加（图2-5）淀粉粒主要集中在皮层薄壁细胞边缘，多数为单粒淀粉粒（图2-6）。
2.3 田间木薯块根的发生部位
栽培木薯发生不定根的位置在种茎切口处、托叶痕处、芽痕处和新长的木薯茎基部。种植3～5 d可观察到不定根发生于芽痕处和叶痕处，切口处在种植7～15 d后可观察到不定根的发生，从茎段外观上依次表现为：愈伤形成、茎段表皮隆起出现根点、长出不定根。种茎形态学下端的切口比其形态学上端的切口有更多的不定根发生。种植50 d后，可发现部分不定根开始膨大形成块根，膨大有一定的方向性，是由不定根的中间部或中下部向根基方向膨大。各个部位发生的不定根都有可能膨大为块根。
2.4 田间木薯不定根发育的解剖结构
木薯根的初生结构为典型的双子叶植物根的初生结构。由表皮层、皮层和中柱3部分组成。表皮位于初生根的最外层，由1层细胞构成，排列紧密，具有根毛。皮层分为外皮层，皮层薄壁细胞和内皮层，占根的大部分。中柱包括中柱鞘、初生木质部和初生韧皮部。中柱鞘为1～3层较小的薄壁细胞。初生木质部束数变化较大，观察到最少的为3束，最多的为8束。初生韧皮部分为原生韧皮部和后生韧皮部，二者很难区分。初生韧皮部聚集为圆块状，位于2束初生木质部之间，初生木质部和初生韧皮部各自成束且束数相同，交错排列（图3-1）。
初生根生长一定时期后发育为次生结构，包括周皮和次生维管组织。周皮由木栓层、木栓形成层和栓内层组成；次生维管组织由次生木质部、次生韧皮部和维管形成层组成（图3-2）。次生木质部、韧皮部和皮层薄壁细胞有少量淀粉积累，次生木质部的淀粉粒大多分布在次生木质部的薄壁细胞内（图3-3）。
部分具有次生结构的根，由于次生木质部部分不断生长，膨大形成块根，淀粉主要积累在次生木质部的薄壁细胞，特别是木射线薄壁细胞，在次生韧皮部细胞中也有淀粉粒分布。随块根不断膨大，淀粉积累增多，淀粉粒主要积累在次生木质部的薄壁细胞中，淀粉动态变化见图3-4、3-5、3-6。 2.5 木薯试管微型薯和田间块根的结构差异
木薯可以通过离体培养形成试管微型薯，这种微型薯只是在形状上类似于田间木薯块根，二者在生长发育过程和结构上有很大的差异，组培微型薯在整个生长过程中都没有出现次生结构的分化，有的甚至初生结构都没有分化完全，它的膨大主要是由于皮层薄壁细胞的膨大和细胞间隙的增加。而田间栽培的木薯根是初生根经过次生生长产生次生结构后才开始膨大的。
微型薯和田间块根淀粉积累相比，存在时间上和空间上的差异，前期生长的组培微型薯没有淀粉的积累，到后期才发现少量淀粉累积，这些淀粉主要积累在数量不多的皮层薄壁细胞，而田间生长的木薯块根的大部分淀粉是在初生根产生次生结构后就开始积累。这些淀粉粒主要积累在次生木质部的薄壁细胞中，少部分分布于皮层薄壁细胞和韧皮部上。随着次生木质部不断生长，淀粉粒的分布亦逐渐增多，最终含有大量淀粉粒的木薄壁细胞占据块根的绝大部分。
3 讨论与结论
目前，组培条件下微型薯的诱导的文献多集中在马铃薯（Solanum tuberosum）上，对马铃薯微型薯的研究表明，马铃薯微型薯实质是块茎，其上有不定芽。由于体积小、重量轻，繁殖期间杜绝了外来病菌的再次侵染，贮藏、运输、种植方便，可以替代试管苗作为繁殖材料[5]。而木薯的微型薯是块根，且结构疏松不紧实，上无不定芽，不宜作为繁殖材料。
木薯在组培条件下诱导形成块根的报道目前还不多见。1974年Kartha等[6]在建立木薯无菌苗体系时偶然发现添加有萘乙酸（NAA）和6-苄氨基嘌呤（6-BA）的培养基可以诱导出形状类似于木薯块根的试管微型薯。这种微型薯只是在形态上和田间种植的木薯相似。有研究者指出块根的形成是形态学、生理学和生物学次序作用的结果[7]。根结构上的改变在很大程度上会导致其功能上改变，结构不同的根功能会有所不同[8]。组培条件下诱导的微型薯没有经历次生生长，其膨大的主要原因是皮层薄壁细胞体积的增加以及细胞间隙的增大。而田间栽培的木薯块根是由不定根经过次生增粗生长形成的，维管形成层不断分裂出大量薄壁细胞，向外分化为次生韧皮部和周皮，向内分化成次生木质部，其中，次生木质部占块根的大部分比例。微型薯和田间块根虽然在结构上有差异，但是二者都具有贮藏淀粉的功能。不同的是，微型薯淀粉主要贮藏在皮层薄壁细胞中，而田间块根的淀粉主要贮藏在次生木质部的薄壁细胞中，除此之外，二者淀粉积累的时间也不相同，前期诱导出的微型薯并没有淀粉的积累，随诱导时间的增加，淀粉积累才开始积累并增加，最后导致微型薯表面出现裂痕。而田间块根的淀粉在初生根产生次生结构后就开始积累。
块根是由不定根或侧根经过增粗生长形成的，这种增粗生长在不同植物根的结构发育上表现是不一样的。人参榕（Ficus microcarpa L.f）膨大块根与未膨大块根的主要差异在于膨大块根中次生维管形成层和副形成层共同形成的次生维管组织、三生组织以及次生木质部中淀粉大量积累[9]。怀地黄（Rehmannia glutinosa）块根的增粗主要是维管形成层产生大量的次生木质部薄壁组织细胞以及这些细胞增殖活动的结果[10]。对于某些植物，块根的膨大并非是形成层活动导致，如麦冬（Ophiopogon japonicas ker-Gaul）的主要膨大部位是皮层，其块根的膨大主要是皮层薄壁细胞的增加和淀粉的积累[11]。有学者研究了组培条件下太子参（Pseudostellaria hererophylla）的结构与田间种植的太子参的结构，结果表明，组培条件下形成的太子参微型块根和田间种植的太子参形成块根的机制是一致的，都是由于维管形成层向内产生大量的次生木质部薄壁细胞后淀粉的积累引起块根的膨大[12]。但是笔者研究木薯组培条件下和田间条件下形成的块根差异表明：将微型薯作为木薯块根发育和淀粉积累机制的研究模型仍需进一步探讨。
参考文献
[1] 李开绵， 林 雄， 黄 洁. 国内外木薯科研发展概况[J]. 热带农业科学， 2001， 89（1）： 56-60.
[2] 韦本辉. 中国木薯栽培技术与产业发展[M]. 北京： 中国农业出版社， 2008： 142-145.
[3] 赵 超， 黄 洁. 木薯栽培与育种[M]. 北京： 中国农业出版社， 2011： 17-21.
[4] 范明霞. 木薯再生体系的建立和HNL24b基因的克隆及辐照诱变育种[D]. 武汉： 华中农业大学， 2010.
[5] 张志军. 马铃薯试管快繁及调控机理研究[D]. 杭州： 浙江大学， 2003.
[6] Kartha K K， Gamborg O L， Constabel F. Regeneration of cassava plants from apical meristems[J]. Plant Science， 1974， 2： 107-13.
[7] Xu X， Vreugdenhil D， van Lammeren A A M. Cell division and cell enlargement during potato tuber formation[J]. Journal of Experimental Botany， 1998， 1： 23-29
[8] Barlow P W. The origin diversity and biology of shoot borne roots[M]. New York： Plenum Press， 1994： 1-23.
[9] 陈小琴. 人参榕块根膨大机理及其调控技术研究[D]. 福州： 福建农林大学， 2009.
[10] 王太霞， 李景原，胡正海. 怀地黄块根的形态发生和结构发育[J]. 西北植物学报， 2003， 23（7）： 1 217-1 223.
[11] 焦连魁. 麦冬块根发育的初步研究[D]. 北京： 北京协和医学院， 2012.
[12] 叶祖云， 王雅英，田惠桥. 太子参试管微块根形成及其应用初探[J]. 植物生理学通讯， 2009， 45（3）： 263-266.