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摘要：自发现了可以研究动物肠道微生物的技术以来，家禽消化道的微生物菌群就一直是人们研究的对象。对于肠道微生物茵群的营养和生理需求，我们所掌握的知识很有限，仅限于了解可以在实验室条件下轻易培养的那些菌种。在分子技术得到运用之前，这些结果掩盖了鸡肠道微生物菌群的真實组成及其行为，所涉及的分子技术包括聚合酶链式反应（Polymerase Chain Reaction，PCR）、变性梯度凝胶电泳（Dena turingGradienl Gel Electrophoresis，DGGE）、末端限制性片段长度多态性（Terminal Restriction FragmentLength Polymorphism，T-RFLP）分析、克隆和测序等方法。当DNA测序技术变得更为廉价且耗时更少时，人们对肠道微生物茵群实际组成的研究取得了重大进展。研究人员揭示了肠道微生物茵群（包括未经培养的微生物）的真实组成，并提出了其在鸡生理学中作用的新见解。本文我们将讨论家禽肠道微生物菌群组成及其对肠道内环境稳定以及肠道发育、分化和成熟的影响。此外，我们还将介绍改变肠道微生物菌群组成会怎样改善营养物质的吸收和怎样改变可以影响肠道功能的黏蛋白层组成。学术界在这方面已经取得了重大研究进展，未来的研究是要阐明肠道微生物对家禽生理的影响机制。未来家禽生产上的发展将包括专为获得特定作用设计的微生物调节剂。
关键词：微生物菌群;微生物区系;微生物组;肠道;全息生物;体内平衡;分化;黏蛋白;益生素
中图分类号：S811.6 文献标志码：C 文章编号：1001-0769（2018）07-0004-03
5 肠道微生物菌群的作用
5.1肠道发育和肠道内稳态
现今，肠道微生物菌群被认为是一个可以调节宿主肠道解剖学和生理学指标的重要内源性器官（Delzenne和Cani，2011）。肠道微生物菌群组成或代谢活性的改变可能会反过来影响宿主的健康（Kabeerdoss等，2013）。肠道微生物菌群的失衡常常被称为“微生态失调”，并且人们对该通路损害共生生命体健康的具体机理知之甚少。然而，脊椎动物共生生命体各组分之间的协同活性可能会提高动物的生产性能（Turnbaugh等，2006）。肠道微生物菌群在宿主发育中发挥作用的证据已经在昆虫和小鼠模型上得到证实。
Lee （2008b，2009）利用果蝇遗传模型观察到能够将微生物菌群与肠道细胞分化和生理功能联系起来的微生物诱导式信号通路。无菌动物与有一定定植数量的细菌结合起来，产生的共生生命体可以在无菌条件下维持。而后研究人员对菌群结构和宿主进行时间进程分析，确定微生物对菌群结构和宿主表型的影响（Bakhed等，2004; Rawls等，2006）。该模型发现，细菌可通过激活对活性氧簇的应答途径来调节肠道干细胞发育。最近的研究表明，不同类型的肠一微生物相互作用产生的信号会参与肠干细胞的活化（Buchon等，2009; Chatterjee和Ip， 2009;Cronin等，2009; Jiang等，2009）。他们中的一些发现已经在无菌小鼠模型中得到证实，该模型中的细菌被证明可调控动物出生后肠道的发育。研究人员使用多形拟杆菌（Bacteroidesthetaiotaomicron——哺乳动物肠道菌群的主要成员）进行的研究显示，其与脊椎动物的胃肠道系统存在共生互作关系。例如，当多形拟杆菌定植于无菌小鼠肠道内时，它可增加小肠末端的末端a-L-岩藻糖在肠黏膜中的表达（Bry等，1996）。宿主体内多糖表达水平的改变使得该细菌能够沿着小肠拓展其定植生态位。在岩藻糖利用上有缺陷的拟杆菌突变体能够定植无菌动物，但不会诱导生成岩藻糖基化糖蛋白，这表明细菌代谢产物在宿主发育中发挥着信号作用（Brv等，1996; Hooper等，2000）。肠道微生物菌群还会影响肠道黏膜下毛细管床的发育;成年无菌小鼠肠道中的毛细血管网是发育不全的。用多形拟杆菌定植可刺激血管生成，使其与正常小鼠的血管相似（Stappenbeck等，2003）。这些发现表明，肠道微生物菌群或细菌代谢物可能是肠道吸收能力完全发育成熟所必需的。人们在小鼠模型中揭示了肠道微生物菌群中的特定菌种会影响细菌消化日粮多糖的特异性和效率，从而影响宿主的能量获取和肥胖状况（Ley等，2005; Samuel等，2007; Turnbaugh等，2006）。
多形拟杆菌通过诱导潘氏细胞分泌防御素来刺激哺乳动物肠道黏膜屏障的发育（Xu等，2003）。肠道微生物菌群的这种功能也许在平衡黏膜对细菌的应答方面很重要。在黏附于家禽肠道黏膜的细菌中，梭菌XIV群占60% （Van denAbbeele等，2012）。梭菌XIVa群的菌种可能适应微生物演替（microbial succession）的不同阶段，共生致病有机体（能够在遗传或环境条件允许的情况下引发疾病的肠道共生体）通常适应于微生物演替的早期阶段（Lozupone等，2012）。尽管产毒菌种（如产气荚膜梭菌）被认为是主要的病原体（Rood和Cole，1991），但多项研究表明，在动物生产性能提高后人们也可从其肠道中检测到大量的梭菌。例如，饲喂促生长类抗生素的肉鸡肠道菌群含有较大比例的梭菌（Lu等，2008; Singh等，2013a）。也许抗生素生长促进剂的作用机制之一就是改变微生物菌群某些菌种的生理机能。柔嫩梭菌一一梭菌IV群的一个菌种（Van Immerseel等，2010）一一和产丁酸的细菌在肠道微生物菌群中的作用十分有趣。研究人员已经在猪的肠道微生物菌群（Haenen等，2013）和健康家禽的肠道菌群中检测到高水平的柔嫩梭菌和丁酸生成菌（Lu等，2003，2008）。然而，在患有炎症性肠病的人群中，柔嫩梭菌在肠道菌群中的丰度很低（Fujimoto等，2012; Hansen等，2012; Kabeerdoss等，2013年）。一些肠道菌群对肠黏膜具有一定的抗炎性作用（Lin等，2009; Neish，2010），这表明该微生物菌群在有特定病原体存在时能够防止炎症的发生（Lee和Lee，2013）。 5.2黏蛋白在肠道功能中的作用
黏液附着于胃肠道黏膜的表面，充当着润滑剂，以增强肠道蠕动的推进力。由于其具有渗透的特性，黏液还可调节营养物质的吸收，并有助于保护位于其下方的肠道上皮，使其免受肠道病原体的侵害（Tsirtsikos等，2012）。黏液由黏蛋白组成，黏蛋白的碳鏈糖基化严重（Forstner和Forstner，1994）。黏蛋白的组成受到微生物菌群（Kirjavainen等，1998; Xu和Gordon，2003）、宿主肠道糖基化（Brv等，1996; Freitas等，2005）和肠道微生物群降解（RuasMadiedo等，2008）的共同影响。黏蛋白作为微生物菌群的定植基质，它含有许多附着位点，其碳水化合物和氨基酸可用作微生物的营养源（Louis等，2007; Macfarlane和Macfarlane， 1997; Macfarlane 和 Dillon，2007）。由于缺乏细菌，无菌小鼠的盲肠常常伴有黏液扩张的状况（Falk等，1998）。
研究人员在评估无菌哺乳动物后发现，其肠道黏液的产生、组成和降解均依赖于肠道微生物菌群。Enss等（1992）、Hill等（1990）和Szentkuti等（1990）发现：无菌哺乳动物的结肠肌肉组织层较薄，隐窝较浅，杯状细胞较少，黏液层较薄。在健康的肠道中，完整的肠道黏膜屏障能够增强共生生命体的协同作用（Becker等，2013）。肠黏液由两层组成，在正常情况下，内层黏附于肠上皮表面，外层则是共生细菌的主要栖息地（Johansson等，2008）。黏蛋白组成的改变或产量的减少与对疾病的易感性增加有关（Bvrd和Bre salier，2004;Corfield等，2000）。较薄或不连续的黏液层也与炎症性肠病有关，并且被假定为是造成人类宿主对结肠共生微生物菌群耐受性减弱的原因（Strober等，2007）。幽门螺杆菌通过抑制组织培养物中的MUCI和MUC5AC基因的表达来抑制黏液分泌，这证明了微生物能够直接改变MUC基因的表达（Byrd等，2000）。然而，益生菌混合物可诱导HT29细胞中MUC2的分泌（Otte和Podolsky，2004），但对LS174T细胞无效（CaballeroFranco等，2007）。当将益生菌菌株植物乳杆菌299v和鼠李糖乳杆菌GG添加至组织培养的结肠细胞时，可增加肠MUC2的表达（Gum等，1994; Mack等，1999）。利用嗜酸乳杆菌NCFM进行的体内实验也得到了相似的结果（Bergstrom等，2012）. Bergstrom等（2012）和Khailova等（2009）证明，两歧双歧杆菌和完整的微生物菌群可有效提高肠道的黏蛋白产量。饲料添加剂也有助于改变肠道微生物菌群组成，并因此改变黏蛋白的动力学。Grilli等（2013）证明，丙酸、山梨酸和植物提取物可减少肠道内弯曲杆菌的数量，并可改变黏蛋白和杯状细胞的组成。
5.3营养物质的分解和吸收
研究证明，无菌动物肠上皮细胞的更新较慢（Abrams等，1963; Lesher等，1964; Savage和Whitt，1982），刷状缘酶活性增加（Kozakova等，2001）。此外，无菌动物比常规动物肠道有更长的肠道微绒毛（Meslin和Sacquet，1984;Willing和Van Kessel，2007）。尽管这似乎是一种会提高肠道吸收能力的生理变化，但无菌动物无法茁壮生长，因为肠道不能发育至具有完全吸收能力的程度。细菌诱导刷状缘的形态学和生理学变化的机制尚未完全明了（Byrd等，2000; CaballeroFranco等，2007）。 然而，肠道微生物菌群可能会影响调节肠细胞增殖和功能的促分裂原活化蛋白激酶（MitogenActivated Protein Kinases，MAPK）通路。较高的p42/p44 MAPK活性可刺激肠上皮细胞的增殖，而低水平的MAPK活性可增加蔗糖酶一异麦芽糖酶的表达，这说明细胞增殖和刷状缘酶活性之间呈反比关系（Aliaga等，1999）。肠道微生物菌群可能有助于促进肠绒毛中的酶活性和营养物质降解，这解释了无菌动物需要刷状缘酶的高表达水平（Willing和Van Kessel，2009）。
固定在肠上皮表面的刷状缘酶可切割二糖。然而，将己糖摄入肠上皮细胞是由特定的转运蛋白介导的，这些转运蛋白的表达受肠道微生物菌群的影响。最近的研究证明，乳酸杆菌可通过肠上皮细胞上调葡萄糖转运蛋白的表达（Ikari等，2002）。在接触细菌的10 min内，肠细胞增加了对葡萄糖的摄取，这可能是由于从细胞溶质运输到刷状缘膜或者已经存在于刷状缘中的转运蛋白得到激活。肠道微生物菌群不仅可以增强葡萄糖转运蛋白的活性，而且还可以调节刷状缘膜Na /H 交换蛋白3（Na /H Exchanger 3，NHE3） （Musch等，2001）。
5.4肠道的分化、成熟和凋亡
肠道微生物菌群可显著改变肠道的形态，包括绒毛结构、隐窝深度、干细胞增殖和血管密度（Sommer和B?Ickhed，2013）。研究证明，无菌动物具有较低的肠细胞更新率（Abrams等，1963; Lesher等，1964; Savage和Whitt，1982）和较高的刷状缘酶活性（Kozakova等，2001）。此外，无菌动物有比常规动物更长的肠道微绒毛（Meslin和Sacquet，1984; Willing和Van Kessel，2007）。尽管这似乎是一种会改善肠道吸收功能的生理变化，但无菌动物无法茁壮生长，因为肠道的吸收能力不能发育完善。小肠末端肠细胞的增殖可受肠道中定植的共生菌组成的影响（Willing and Van Kessel，2007）。
肠道微生物菌群有助于维持细胞与细胞间的连接（Cario等，2007; Hooper等，2001），并可促进肠上皮损伤和死亡后的修复（Lutgendorff等，2008; RakoffNahoum等，2004; Sekirov等，2010）。程序性细胞死亡或凋亡在确定肠上皮细胞结构方面起着重要作用（Watson和Pritchard，2000）。在疾病发病机制中，细胞凋亡与病原体（诸如螺杆菌和弗氏志贺氏菌等）有关（Pritchard和Watson，1996）。相比之下，鼠李糖乳杆菌GG株可通过上调己知和可能具有细胞保护作用的一连串基因来减少体内和体外系统中的细胞凋亡（Lin等，2009）。类似地，研究显示由嗜酸乳杆菌、保加利亚乳杆菌、干酪乳杆菌、植物乳杆菌、嗜热链球菌、短双歧杆菌、婴儿双歧杆菌和长双歧杆菌组成的益生菌混合物VSL#3可通过增加上皮细胞的保护作用产生抗细胞凋亡效应（Venturi等，1999）。鼠李糖乳杆菌GG株衍生的可溶性因子可调节细胞存活信号并抑制细胞因子诱导的肠上皮细胞凋亡（Yan等，2007）。
（待续）
关键词：微生物菌群;微生物区系;微生物组;肠道;全息生物;体内平衡;分化;黏蛋白;益生素
中图分类号：S811.6 文献标志码：C 文章编号：1001-0769（2018）07-0004-03
5 肠道微生物菌群的作用
5.1肠道发育和肠道内稳态
现今，肠道微生物菌群被认为是一个可以调节宿主肠道解剖学和生理学指标的重要内源性器官（Delzenne和Cani，2011）。肠道微生物菌群组成或代谢活性的改变可能会反过来影响宿主的健康（Kabeerdoss等，2013）。肠道微生物菌群的失衡常常被称为“微生态失调”，并且人们对该通路损害共生生命体健康的具体机理知之甚少。然而，脊椎动物共生生命体各组分之间的协同活性可能会提高动物的生产性能（Turnbaugh等，2006）。肠道微生物菌群在宿主发育中发挥作用的证据已经在昆虫和小鼠模型上得到证实。
Lee （2008b，2009）利用果蝇遗传模型观察到能够将微生物菌群与肠道细胞分化和生理功能联系起来的微生物诱导式信号通路。无菌动物与有一定定植数量的细菌结合起来，产生的共生生命体可以在无菌条件下维持。而后研究人员对菌群结构和宿主进行时间进程分析，确定微生物对菌群结构和宿主表型的影响（Bakhed等，2004; Rawls等，2006）。该模型发现，细菌可通过激活对活性氧簇的应答途径来调节肠道干细胞发育。最近的研究表明，不同类型的肠一微生物相互作用产生的信号会参与肠干细胞的活化（Buchon等，2009; Chatterjee和Ip， 2009;Cronin等，2009; Jiang等，2009）。他们中的一些发现已经在无菌小鼠模型中得到证实，该模型中的细菌被证明可调控动物出生后肠道的发育。研究人员使用多形拟杆菌（Bacteroidesthetaiotaomicron——哺乳动物肠道菌群的主要成员）进行的研究显示，其与脊椎动物的胃肠道系统存在共生互作关系。例如，当多形拟杆菌定植于无菌小鼠肠道内时，它可增加小肠末端的末端a-L-岩藻糖在肠黏膜中的表达（Bry等，1996）。宿主体内多糖表达水平的改变使得该细菌能够沿着小肠拓展其定植生态位。在岩藻糖利用上有缺陷的拟杆菌突变体能够定植无菌动物，但不会诱导生成岩藻糖基化糖蛋白，这表明细菌代谢产物在宿主发育中发挥着信号作用（Brv等，1996; Hooper等，2000）。肠道微生物菌群还会影响肠道黏膜下毛细管床的发育;成年无菌小鼠肠道中的毛细血管网是发育不全的。用多形拟杆菌定植可刺激血管生成，使其与正常小鼠的血管相似（Stappenbeck等，2003）。这些发现表明，肠道微生物菌群或细菌代谢物可能是肠道吸收能力完全发育成熟所必需的。人们在小鼠模型中揭示了肠道微生物菌群中的特定菌种会影响细菌消化日粮多糖的特异性和效率，从而影响宿主的能量获取和肥胖状况（Ley等，2005; Samuel等，2007; Turnbaugh等，2006）。
多形拟杆菌通过诱导潘氏细胞分泌防御素来刺激哺乳动物肠道黏膜屏障的发育（Xu等，2003）。肠道微生物菌群的这种功能也许在平衡黏膜对细菌的应答方面很重要。在黏附于家禽肠道黏膜的细菌中，梭菌XIV群占60% （Van denAbbeele等，2012）。梭菌XIVa群的菌种可能适应微生物演替（microbial succession）的不同阶段，共生致病有机体（能够在遗传或环境条件允许的情况下引发疾病的肠道共生体）通常适应于微生物演替的早期阶段（Lozupone等，2012）。尽管产毒菌种（如产气荚膜梭菌）被认为是主要的病原体（Rood和Cole，1991），但多项研究表明，在动物生产性能提高后人们也可从其肠道中检测到大量的梭菌。例如，饲喂促生长类抗生素的肉鸡肠道菌群含有较大比例的梭菌（Lu等，2008; Singh等，2013a）。也许抗生素生长促进剂的作用机制之一就是改变微生物菌群某些菌种的生理机能。柔嫩梭菌一一梭菌IV群的一个菌种（Van Immerseel等，2010）一一和产丁酸的细菌在肠道微生物菌群中的作用十分有趣。研究人员已经在猪的肠道微生物菌群（Haenen等，2013）和健康家禽的肠道菌群中检测到高水平的柔嫩梭菌和丁酸生成菌（Lu等，2003，2008）。然而，在患有炎症性肠病的人群中，柔嫩梭菌在肠道菌群中的丰度很低（Fujimoto等，2012; Hansen等，2012; Kabeerdoss等，2013年）。一些肠道菌群对肠黏膜具有一定的抗炎性作用（Lin等，2009; Neish，2010），这表明该微生物菌群在有特定病原体存在时能够防止炎症的发生（Lee和Lee，2013）。 5.2黏蛋白在肠道功能中的作用
黏液附着于胃肠道黏膜的表面，充当着润滑剂，以增强肠道蠕动的推进力。由于其具有渗透的特性，黏液还可调节营养物质的吸收，并有助于保护位于其下方的肠道上皮，使其免受肠道病原体的侵害（Tsirtsikos等，2012）。黏液由黏蛋白组成，黏蛋白的碳鏈糖基化严重（Forstner和Forstner，1994）。黏蛋白的组成受到微生物菌群（Kirjavainen等，1998; Xu和Gordon，2003）、宿主肠道糖基化（Brv等，1996; Freitas等，2005）和肠道微生物群降解（RuasMadiedo等，2008）的共同影响。黏蛋白作为微生物菌群的定植基质，它含有许多附着位点，其碳水化合物和氨基酸可用作微生物的营养源（Louis等，2007; Macfarlane和Macfarlane， 1997; Macfarlane 和 Dillon，2007）。由于缺乏细菌，无菌小鼠的盲肠常常伴有黏液扩张的状况（Falk等，1998）。
研究人员在评估无菌哺乳动物后发现，其肠道黏液的产生、组成和降解均依赖于肠道微生物菌群。Enss等（1992）、Hill等（1990）和Szentkuti等（1990）发现：无菌哺乳动物的结肠肌肉组织层较薄，隐窝较浅，杯状细胞较少，黏液层较薄。在健康的肠道中，完整的肠道黏膜屏障能够增强共生生命体的协同作用（Becker等，2013）。肠黏液由两层组成，在正常情况下，内层黏附于肠上皮表面，外层则是共生细菌的主要栖息地（Johansson等，2008）。黏蛋白组成的改变或产量的减少与对疾病的易感性增加有关（Bvrd和Bre salier，2004;Corfield等，2000）。较薄或不连续的黏液层也与炎症性肠病有关，并且被假定为是造成人类宿主对结肠共生微生物菌群耐受性减弱的原因（Strober等，2007）。幽门螺杆菌通过抑制组织培养物中的MUCI和MUC5AC基因的表达来抑制黏液分泌，这证明了微生物能够直接改变MUC基因的表达（Byrd等，2000）。然而，益生菌混合物可诱导HT29细胞中MUC2的分泌（Otte和Podolsky，2004），但对LS174T细胞无效（CaballeroFranco等，2007）。当将益生菌菌株植物乳杆菌299v和鼠李糖乳杆菌GG添加至组织培养的结肠细胞时，可增加肠MUC2的表达（Gum等，1994; Mack等，1999）。利用嗜酸乳杆菌NCFM进行的体内实验也得到了相似的结果（Bergstrom等，2012）. Bergstrom等（2012）和Khailova等（2009）证明，两歧双歧杆菌和完整的微生物菌群可有效提高肠道的黏蛋白产量。饲料添加剂也有助于改变肠道微生物菌群组成，并因此改变黏蛋白的动力学。Grilli等（2013）证明，丙酸、山梨酸和植物提取物可减少肠道内弯曲杆菌的数量，并可改变黏蛋白和杯状细胞的组成。
5.3营养物质的分解和吸收
研究证明，无菌动物肠上皮细胞的更新较慢（Abrams等，1963; Lesher等，1964; Savage和Whitt，1982），刷状缘酶活性增加（Kozakova等，2001）。此外，无菌动物比常规动物肠道有更长的肠道微绒毛（Meslin和Sacquet，1984;Willing和Van Kessel，2007）。尽管这似乎是一种会提高肠道吸收能力的生理变化，但无菌动物无法茁壮生长，因为肠道不能发育至具有完全吸收能力的程度。细菌诱导刷状缘的形态学和生理学变化的机制尚未完全明了（Byrd等，2000; CaballeroFranco等，2007）。 然而，肠道微生物菌群可能会影响调节肠细胞增殖和功能的促分裂原活化蛋白激酶（MitogenActivated Protein Kinases，MAPK）通路。较高的p42/p44 MAPK活性可刺激肠上皮细胞的增殖，而低水平的MAPK活性可增加蔗糖酶一异麦芽糖酶的表达，这说明细胞增殖和刷状缘酶活性之间呈反比关系（Aliaga等，1999）。肠道微生物菌群可能有助于促进肠绒毛中的酶活性和营养物质降解，这解释了无菌动物需要刷状缘酶的高表达水平（Willing和Van Kessel，2009）。
固定在肠上皮表面的刷状缘酶可切割二糖。然而，将己糖摄入肠上皮细胞是由特定的转运蛋白介导的，这些转运蛋白的表达受肠道微生物菌群的影响。最近的研究证明，乳酸杆菌可通过肠上皮细胞上调葡萄糖转运蛋白的表达（Ikari等，2002）。在接触细菌的10 min内，肠细胞增加了对葡萄糖的摄取，这可能是由于从细胞溶质运输到刷状缘膜或者已经存在于刷状缘中的转运蛋白得到激活。肠道微生物菌群不仅可以增强葡萄糖转运蛋白的活性，而且还可以调节刷状缘膜Na /H 交换蛋白3（Na /H Exchanger 3，NHE3） （Musch等，2001）。
5.4肠道的分化、成熟和凋亡
肠道微生物菌群可显著改变肠道的形态，包括绒毛结构、隐窝深度、干细胞增殖和血管密度（Sommer和B?Ickhed，2013）。研究证明，无菌动物具有较低的肠细胞更新率（Abrams等，1963; Lesher等，1964; Savage和Whitt，1982）和较高的刷状缘酶活性（Kozakova等，2001）。此外，无菌动物有比常规动物更长的肠道微绒毛（Meslin和Sacquet，1984; Willing和Van Kessel，2007）。尽管这似乎是一种会改善肠道吸收功能的生理变化，但无菌动物无法茁壮生长，因为肠道的吸收能力不能发育完善。小肠末端肠细胞的增殖可受肠道中定植的共生菌组成的影响（Willing and Van Kessel，2007）。
肠道微生物菌群有助于维持细胞与细胞间的连接（Cario等，2007; Hooper等，2001），并可促进肠上皮损伤和死亡后的修复（Lutgendorff等，2008; RakoffNahoum等，2004; Sekirov等，2010）。程序性细胞死亡或凋亡在确定肠上皮细胞结构方面起着重要作用（Watson和Pritchard，2000）。在疾病发病机制中，细胞凋亡与病原体（诸如螺杆菌和弗氏志贺氏菌等）有关（Pritchard和Watson，1996）。相比之下，鼠李糖乳杆菌GG株可通过上调己知和可能具有细胞保护作用的一连串基因来减少体内和体外系统中的细胞凋亡（Lin等，2009）。类似地，研究显示由嗜酸乳杆菌、保加利亚乳杆菌、干酪乳杆菌、植物乳杆菌、嗜热链球菌、短双歧杆菌、婴儿双歧杆菌和长双歧杆菌组成的益生菌混合物VSL#3可通过增加上皮细胞的保护作用产生抗细胞凋亡效应（Venturi等，1999）。鼠李糖乳杆菌GG株衍生的可溶性因子可调节细胞存活信号并抑制细胞因子诱导的肠上皮细胞凋亡（Yan等，2007）。
（待续）